Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
rHGF tương tác với rIGF-1 để kích hoạt các tế bào vệ tinh trong cơ thắt niệu đạo vân ở chuột: một phương pháp điều trị đầy hứa hẹn cho chứng tiểu không tự chủ?
Tóm tắt
Có nhiều yếu tố góp phần vào chứng tiểu không tự chủ (UI). Rối loạn chức năng của cơ thắt niệu đạo là một trong những biến số phổ biến. May mắn thay, các tế bào vệ tinh, có đặc điểm như các tế bào gốc, tồn tại trong cơ thắt niệu đạo vân. Mục đích của nghiên cứu là tìm hiểu liệu rHGF kết hợp với rIGF-1 có khả năng thúc đẩy sự kích hoạt, tăng sinh và phân hóa của các tế bào vệ tinh nhằm cải thiện tiểu không tự chủ hay không. Chuột SD được chia ngẫu nhiên thành bốn nhóm và tiêm 10 μl rIGF-1, nồng độ là 50 μg/ml vào thành niệu đạo của cơ thắt niệu đạo. Trong khi đó, ba nhóm còn lại được điều trị thêm với 10 μl rHGF, nồng độ là 20, 50, 100 μg/ml. Nhóm chỉ tiêm rIGF-1 được sử dụng làm nhóm đối chứng. Sau 30 ngày, các mô niệu đạo được thu hoạch và cắt lát tuần tự. Nhuộm miễn dịch huỳnh quang và nhuộm HE được sử dụng để phát hiện tình trạng kích hoạt, tăng sinh và phân hóa của các tế bào vệ tinh. Phân tích RT-PCR thời gian thực được áp dụng để khám phá các con đường tín hiệu tiềm năng. Các tế bào dương tính với kháng thể c-Met đã được phát hiện trong cơ thắt niệu đạo vân. Sự biểu hiện dương tính của c-Met tương đối cao hơn với điều trị 100 μg/ml rHGF so với các nồng độ rHGF khác. Một kết quả tương tự đã được tìm thấy trong nhuộm miễn dịch huỳnh quang bổ sung. Số lượng sợi cơ mới có nhân trung tâm tăng lên khi nồng độ rHGF càng cao. Sự biểu hiện mRNA của ERK1, ERK2 và AKT tương đối cao hơn với tiêm 50 μg/ml rHGF. Có thể có một tác động cộng hưởng giữa rHGF và rIGF-1 để thúc đẩy tế bào vệ tinh kích hoạt, tăng sinh và phân hóa thành tế bào cơ. Cơ thắt niệu đạo có thể được kích thích làm tươi mới nhờ việc tiêm rHGF và rIGF-1 vào thành niệu đạo. Điều này có thể được sử dụng để phát triển một liệu pháp mới cho chứng tiểu không tự chủ.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Buckley BS, Lapitan MC, Epidemiology Committee of the Fourth International Consultation on Incontinence P (2010) Prevalence of urinary incontinence in men, women, and children—current evidence: findings of the fourth international consultation on incontinence. Urology 76(2):265–270. https://doi.org/10.1016/j.urology.2009.11.078
Boyle P, Robertson C, Mazzetta C, Keech M, Hobbs FD, Fourcade R, Kiemeney L, Lee C, UrEpik Study G (2003) The prevalence of male urinary incontinence in four centres: the UREPIK study. BJU Int 92(9):943–947
Reynolds WS, Dmochowski RR, Penson DF (2011) Epidemiology of stress urinary incontinence in women. Curr Urol Rep 12(5):370–376. https://doi.org/10.1007/s11934-011-0206-0
Zhu L, Lang J, Wang H, Han S, Huang J (2008) The prevalence of and potential risk factors for female urinary incontinence in Beijing, China. Menopause 15(3):566–569. https://doi.org/10.1097/gme.0b013e31816054ac
Lin CS, Lue TF (2012) Stem cell therapy for stress urinary incontinence: a critical review. Stem Cells Dev 21(6):834–843. https://doi.org/10.1089/scd.2011.0621
Verghese T, Latthe P (2014) Recent status of the treatment of stress urinary incontinence. Int J Urol 21(1):25–31. https://doi.org/10.1111/iju.12238
Castro RA, Arruda RM, Bortolini MA (2015) Female urinary incontinence: effective treatment strategies. Climacteric 18(2):135–141. https://doi.org/10.3109/13697137.2014.947257
Zhou S, Zhang K, Atala A, Khoury O, Murphy SV, Zhao W, Fu Q (2016) Stem cell therapy for treatment of stress urinary incontinence: the current status and challenges. Stem Cells Int 2016:7060975. https://doi.org/10.1155/2016/7060975
Ho CP, Bhatia NN (2012) Development of stem cell therapy for stress urinary incontinence. Curr Opin Obstet Gynecol 24(5):311–317. https://doi.org/10.1097/GCO.0b013e328357ae03
Cruz M, Dissaranan C, Cotleur A, Kiedrowski M, Penn M, Damaser M (2012) Pelvic organ distribution of mesenchymal stem cells injected intravenously after simulated childbirth injury in female rats. Obstet Gynecol Int 2012:612946. https://doi.org/10.1155/2012/612946
Wei W, Howard PS, Macarak EJ (2013) Recombinant insulin-like growth factor-1 activates satellite cells in the mouse urethral rhabdosphincter. BMC Urol 13:62. https://doi.org/10.1186/1471-2490-13-62
Yiou R, Lefaucheur JP, Atala A (2003) The regeneration process of the striated urethral sphincter involves activation of intrinsic satellite cells. Anat Embryol 206(6):429–435. https://doi.org/10.1007/s00429-003-0313-x
Conboy IM, Rando TA (2005) Aging, stem cells and tissue regeneration: lessons from muscle. Cell Cycle 4(3):407–410. https://doi.org/10.4161/cc.4.3.1518
Conboy IM, Conboy MJ, Wagers AJ, Girma ER, Weissman IL, Rando TA (2005) Rejuvenation of aged progenitor cells by exposure to a young systemic environment. Nature 433(7027):760–764. https://doi.org/10.1038/nature03260
Feki A, Faltin DL, Lei T, Dubuisson JB, Jacob S, Irion O (2007) Sphincter incontinence: is regenerative medicine the best alternative to restore urinary or anal sphincter function? Int J Biochem Cell Biol 39(4):678–684. https://doi.org/10.1016/j.biocel.2006.11.001
Barton-Davis ER, Shoturma DI, Musaro A, Rosenthal N, Sweeney HL (1998) Viral mediated expression of insulin-like growth factor I blocks the aging-related loss of skeletal muscle function. Proc Natl Acad Sci USA 95(26):15603–15607
Song YH, Song JL, Delafontaine P, Godard MP (2013) The therapeutic potential of IGF-I in skeletal muscle repair. Trends Endocrinol Metab (TEM) 24(6):310–319. https://doi.org/10.1016/j.tem.2013.03.004
Castellano JM, Mosher KI, Abbey RJ, McBride AA, James ML, Berdnik D, Shen JC, Zou B, Xie XS, Tingle M, Hinkson IV, Angst MS, Wyss-Coray T (2017) Human umbilical cord plasma proteins revitalize hippocampal function in aged mice. Nature 544(7651):488–492. https://doi.org/10.1038/nature22067
Coleman ME, DeMayo F, Yin KC, Lee HM, Geske R, Montgomery C, Schwartz RJ (1995) Myogenic vector expression of insulin-like growth factor I stimulates muscle cell differentiation and myofiber hypertrophy in transgenic mice. J Biol Chem 270(20):12109–12116
Barton-Davis ER, Shoturma DI, Sweeney HL (1999) Contribution of satellite cells to IGF-I induced hypertrophy of skeletal muscle. Acta Physiol Scand 167(4):301–305. https://doi.org/10.1046/j.1365-201x.1999.00618.x
Ge X, Zhang Y, Jiang H (2013) Signaling pathways mediating the effects of insulin-like growth factor-I in bovine muscle satellite cells. Mol Cell Endocrinol 372(1–2):23–29. https://doi.org/10.1016/j.mce.2013.03.017
Sumino Y, Hanada M, Hirata Y, Sato F, Mimata H (2009) The effects of hepatocyte growth factor and insulin-like growth factor-1 on the myogenic differentiation of satellite cells in human urethral rhabdosphincter. Neurol Urodyn. https://doi.org/10.1002/nau.20748
Sumino Y, Hirata Y, Sato F, Mimata H (2007) Growth mechanism of satellite cells in human urethral rhabdosphincter. Neurourol Urodyn 26(4):552–561. https://doi.org/10.1002/nau.20369
LaBarge MA, Blau HM (2002) Biological progression from adult bone marrow to mononucleate muscle stem cell to multinucleate muscle fiber in response to injury. Cell 111(4):589–601
Webster MT, Fan CM (2013) c-MET regulates myoblast motility and myocyte fusion during adult skeletal muscle regeneration. PLoS ONE 8(11):e81757. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0081757
Scholzen T, Gerdes J (2000) The Ki-67 protein: from the known and the unknown. J Cell Physiol 182(3):311–322. https://doi.org/10.1002/(SICI)1097-4652(200003)182:3%3c311:AID-JCP1%3e3.0.CO;2-9
Wen Y, Bi P, Liu W, Asakura A, Keller C, Kuang S (2012) Constitutive Notch activation upregulates Pax7 and promotes the self-renewal of skeletal muscle satellite cells. Mol Cell Biol 32(12):2300–2311. https://doi.org/10.1128/MCB.06753-11
Amann R, Wyder S, Slavotinek AM, Trueb B (2014) The FgfrL1 receptor is required for development of slow muscle fibers. Dev Biol 394(2):228–241. https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2014.08.016
Nissar AA, Zemanek B, Labatia R, Atkinson DJ, van der Ven PF, Furst DO, Hawke TJ (2012) Skeletal muscle regeneration is delayed by reduction in Xin expression: consequence of impaired satellite cell activation? Am J Physiol Cell Physiol 302(1):C220–C227. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00298.2011
Gillon A, Sheard P (2015) Elderly mouse skeletal muscle fibres have a diminished capacity to upregulate NCAM production in response to denervation. Biogerontology 16(6):811–823. https://doi.org/10.1007/s10522-015-9608-6
Mesires NT, Doumit ME (2002) Satellite cell proliferation and differentiation during postnatal growth of porcine skeletal muscle. Am J Physiol Cell Physiol 282(4):C899–C906. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00341.2001
Serra C, Tangherlini F, Rudy S, Lee D, Toraldo G, Sandor NL, Zhang A, Jasuja R, Bhasin S (2012) Testosterone improves the regeneration of old and young mouse skeletal muscle. J Gerontol Ser A Biol Sci Med Sci 68(1):17–26. https://doi.org/10.1093/gerona/gls083
Charge SB, Rudnicki MA (2004) Cellular and molecular regulation of muscle regeneration. Physiol Rev 84(1):209–238. https://doi.org/10.1152/physrev.00019.2003
Liu M, Zhang S (2011) Amphioxus IGF-like peptide induces mouse muscle cell development via binding to IGF receptors and activating MAPK and PI3K/Akt signaling pathways. Mol Cell Endocrinol 343(1–2):45–54. https://doi.org/10.1016/j.mce.2011.06.004
Ohashi K, Nagata Y, Wada E, Zammit PS, Shiozuka M, Matsuda R (2015) Zinc promotes proliferation and activation of myogenic cells via the PI3K/Akt and ERK signaling cascade. Exp Cell Res 333(2):228–237. https://doi.org/10.1016/j.yexcr.2015.03.003
Walker N, Kahamba T, Woudberg N, Goetsch K, Niesler C (2015) Dose-dependent modulation of myogenesis by HGF: implications for c-Met expression and downstream signalling pathways. Growth Factors 33(3):229–241. https://doi.org/10.3109/08977194.2015.1058260
Gill R, Hitchins L, Fletcher F, Dhoot GK (2010) Sulf1A and HGF regulate satellite-cell growth. J Cell Sci 123(Pt 11):1873–1883. https://doi.org/10.1242/jcs.061242