Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Urolithin A Kích Thích Hình Thái Tương Tự Nâu Trong Tế Bào Mỡ Trắng 3T3-L1 Qua Đường Dẫn Truyền Thụ Thể beta3-adrenergic-p38 MAPK
Tóm tắt
Gần đây, việc kích hoạt dược lý sự sinh nhiệt trong mỡ nâu và sự hình thành mỡ trắng thành mỡ nâu (beiging) đã được xem xét như là những chiến lược đầy hứa hẹn trong việc phát triển các loại thuốc chống béo phì. Trong quá trình sàng lọc các hợp chất tự nhiên có thể kích thích sinh nhiệt, urolithin A (UroA), được chuyển hóa từ ellagitannin của quả lựu bởi vi khuẩn đường ruột, đã được xác định là một ứng cử viên chống béo phì tiềm năng. Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã làm rõ vai trò của UroA trong việc kích thích hình thái tương tự nâu trong tế bào mỡ trắng 3T3-L1. Điều trị bằng UroA ở nồng độ lên đến 50 µM không gây độc cho tế bào. UroA ở nồng độ 15 µM làm tăng đáng kể mức biểu hiện protein của các dấu hiệu cụ thể của mỡ nâu như UCP1, PRDM16, PGC-1α, C/EBPβ và PPARα. Ngoài ra, nó còn làm tăng đáng kể sự biểu hiện của các gen đặc trưng cho mỡ be màu, bao gồm Cd137, Cidea, Cited1, Tbx1 và Tmen26, trong tế bào mỡ trắng 3T3-L1 và làm tăng đáng kể sự biểu hiện của các gen đặc trưng cho mỡ nâu (Ppargc1, Prdm16 và Ucp1) trong tế bào mỡ trắng. Hơn nữa, điều trị UroA đối với tế bào mỡ trắng 3T3-L1 đã làm giảm biểu hiện của các yếu tố phiên mã adipogenic chính, trong khi đó tăng cường quá trình phân giải mỡ và quá trình oxy hóa mỡ. Nghiên cứu cơ chế cho thấy rằng điều trị bằng UroA kích thích sự hình thành mỡ nâu trong tế bào mỡ trắng thông qua việc kích hoạt các con đường tín hiệu phụ thuộc vào β3-AR và p38 MAPK. Tóm lại, UroA có tiềm năng điều trị béo phì nhờ vào khả năng thu hút các tế bào mỡ be trong mô tế bào mỡ trắng, từ đó góp phần làm tăng sinh nhiệt.
Từ khóa
#urolithin A #béo phì #tế bào mỡ trắng #sinh nhiệt #thụ thể β3-adrenergic #p38 MAPKTài liệu tham khảo
Flegal, K. M., D. Kruszon-Moran, M. D. Carroll, C. D. Fryar, and C. L. Ogden (2016) Trends in obesity among adults in the United States, 2005 to 2014. JAMA. 315: 2284–2291.
Jia, W. (2015) Obesity in China: its characteristics, diagnostic criteria, and implications. Front Med. 9: 129–133.
Wang, S. and J. Ren (2018) Obesity paradox in aging: from prevalence to pathophysiology. Prog. Cardiovasc. Dis. 61: 182–189.
World Health Organisation. Obesity and overweight (2018) http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs311/en/.
Jung, U. J. and M. S. Choi (2014) Obesity and its metabolic complications: the role of adipokines and the relationship between obesity, inflammation, insulin resistance, dyslipidemia and nonalcoholic fatty liver disease. Int. J. Mol. Sci. 15: 6184–6223.
Kang, J. G. and C. Y. Park (2012) Anti-obesity drugs: A review about their effects and safety. Diabetes Metab. J. 36: 13–25.
Derosa, G. and P. Maffioli (2012) Anti-obesity drugs: a review about their effects and their safety. Expert. Opin. Drug Saf. 11: 459–471.
Tan, C. Y., K. Ishikawa, S. Virtue, and A. Vidal-Puig (2011) Brown adipose tissue in the treatment of obesity and diabetes: Are we hot enough? J. Diabetes Investig. 2: 341–350.
Kaur, K. K., G. Allahbadia, and M. Singh (2018) Advances in BAT physiology for understanding and translating into Pharmacotherapies for obesity and comorbidities. MOJ. Drug Des. Develop. Ther. 2: 166–176.
Saito, M. (2013) Brown adipose tissue as a regulator of energy expenditure and body fat in humans. Diabetes Metab. J. 37: 22–29.
Van Marken Lichtenbelt, W. D., J. W. Vanhommerig, N. M. Smulders, J. M. Drossaerts, G. J. Kemerink, N. D. Bouvy, P. Schrauwen, and G. J. Teule (2009) Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. N. Engl. J. Med. 360: 1500–1508.
Cypess, A. M. and C. R. Kahn (2010) Brown fat as a therapy for obesity and diabetes. Curr. Opin. Endocrinol Diabetes Obes. 17: 143–149.
Wang, W. and P. Seale (2016) Control of brown and beige fat development. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 17: 691–702.
Karri, S., S. Sharma, K. Hatware, and K. Patil (2019) Natural anti-obesity agents and their therapeutic role in management of obesity: A future trend perspective. Biomed. Pharmacother. 110: 224–238.
Bonet, M. L., P. Oliver, and A. Palou (2013) Pharmacological and nutritional agents promoting browning of white adipose tissue. Biochim. Biophys. Acta. 1831: 969–985.
Jang, M. H., N. H. Kang, S. Mukherjee, and J. W. Yun (2018) Theobromine, a methylxanthine in cocoa bean, stimulates thermogenesis by inducing white fat browning and activating brown adipocytes. Biotechnol. Bioprocess Eng. 23: 617–626.
Mukherjee, S., K. R. Aseer, and J. W. Yun (2020) Roles of macrophage colony stimulating factor in white and brown adipocytes. Biotechnol. Bioprocess Eng. 25: 29–38.
Veeresham, C. (2012) Natural products derived from plants as a source of drugs. J. Adv. Pharm. Technol. Res. 3: 200–201.
Mohamed, G. A., S. R. M. Ibrahim, E. S. Elkhayat, and R. S. El Dine (2014) Natural anti-obesity agents. Bull. Fac. Pharm. Cairo Univ. 52: 269–284.
Mopuri, R. and M. S. Islam (2017) Medicinal plants and phytochemicals with anti-obesogenic potentials: A review. Biomed. Pharmacother. 89: 1442–1452.
Azhar, Y., A. Parmar, C. N. Miller, J. S. Samuels, and S. Rayalam (2016) Phytochemicals as novel agents for the induction of browning in white adipose tissue. Nutr. Metab. (Lond). 13: 89.
Silvester, A. J., K. R. Aseer, and J. W. Yun (2019) Dietary polyphenols and their roles in fat browning. J. Nutr. Biochem. 64: 1–12.
Espín, J. C., R. González-Barrio, B. Cerdá, C. López-Bote, A. I. Rey, and F. A. Tomás-Barberán (2007) Iberian pig as a model to clarify obscure points in the bioavailability and metabolism of ellagitannins in humans. J. Agric. Food Chem. 55: 10476–10485.
Gimenez-Bastida, J. A., A. Gonzalez-Sarrias, M. Larrosa, F. Tomas-Barberan, J. C. Espin, and M. T. Garcia-Conesa (2012) Ellagitannin metabolites, urolithin A glucuronide and its aglycone urolithin A, ameliorate TNF-α-induced inflammation and associated molecular markers in human aortic endothelial cells. Mol. Nutr. Food Res. 56: 784–796.
Piwowarski, J. P., S. Granica, M. Zwierzyńska, J. Stefańska, P. Schopohl, M. F. Melzig, and A. K. Kiss (2014) Role of human gut microbiota metabolism in the anti-inflammatory effect of traditionally used ellagitannin-rich plant materials. J. Ethnopharmacol. 155: 801–809.
Heber, D. (2008) Multitargeted therapy of cancer by ellagitannins. Cancer Lett. 269: 262–268.
Li, Z., S. M. Henning, R. P. Lee, Q. Y. Lu, P. H. Summanen, G. Thames, K. Corbett, J. Downes, C. H. Tseng, S. M. Finegold, and D. Heber (2015) Pomegranate extract induces ellagitannin metabolite formation and changes stool microbiota in healthy volunteers. Food Funct. 6: 2487–2495.
Puupponen-Pimiä, R., T. Seppänen-Laakso, M. Kankainen, J. Maukonen, R. Törrönen, M. Kolehmainen, T. Leppänen, E. Moilanen, L. Nohynek, A. M. Aura, K. Poutanen, F. A. Tómas-Barberán, J. C. Espín, and K. M. Oksman-Caldentey (2013) Effects of ellagitannin-rich berries on blood lipids, gut microbiota, and urolithin production in human subjects with symptoms of metabolic syndrome. Mol. Nutr. Food Res. 57: 2258–2263.
Tomás-Barberán, F. A., A. González-Sarrías, R. García-Villalba, M. A. Núñez-Sánchez, M. V. Selma, M. T. García-Conesa, and J. C. Espín (2017) Urolithins, the rescue of “old” metabolites to understand a “new” concept: Metabotypes as a nexus among phenolic metabolism, microbiota dysbiosis, and host health status. Mol. Nutr. Food Res. 61: 1500901.
Espin, J. C., M. Larrosa, M. T. Garcia-Conesa, and F. Tomas-Barberan (2013) Biological significance of urolithins, the gut microbial ellagic acid-derived metabolites: the evidence so far. Evid. Based Complement Alterna. Med. 2013: 270418.
Selma, M. V., A. González-Sarrías, J. Salas-Salvadó, C. Andrés-Lacueva, C. Alasalvar, A. Örem, F. A. Tomás-Barberán, and J. C. Espín (2018) The gut microbiota metabolism of pomegranate or walnut ellagitannins yields two urolithin-metabotypes that correlate with cardiometabolic risk biomarkers: Comparison between normoweight, overweight-obesity and metabolic syndrome. Clin. Nutr. 37: 897–905.
Ishimoto, H., M. Shibata, Y. Myojin, H. Ito, Y. Sugimoto, A. Tai, and T. Hatano (2011) In vivo anti-inflammatory and antioxidant properties of ellagitannin metabolite urolithin A. Bioorg. Med. Chem. Lett. 21: 5901–5904.
Cerda, B., P. Periago, J. C. Espín, and F. A. Tomas-Barberan (2005) Identification of urolithin A as a metabolite produced by human colon microflora from ellagic acid and related compounds. J. Agric. Food Chem. 53: 5571–5576.
Singh, R., S. Chandrashekharappa, S. R. Bodduluri, B. V. Baby, B. Hegde, N. G. Kotla, A. A. Hiwale, T. Saiyed, P. Patel, M. Vijay-Kumar, M. G. Langille, G. M. Douglas, X. Cheng, E. C. Rouchka, S. J. Waigel, G. W. Dryden, H. Alatassi, H. G. Zhang, B. Haribabu, P. K. Vemula, and V. R. Jala (2019) Enhancement of the gut barrier integrity by a microbial metabolite through the Nrf2 pathway. Nat. Commun. 10: 89.
Kang, I., Y. Kim, F. A. Tomas-Barberan, J. C. Espin, and S. Chung (2016) Urolithin A, C, and D, but not iso-urolithin A and urolithin B, attenuate triglyceride accumulation in human cultures of adipocytes and hepatocytes. Mol. Nutr. Food Res. 60: 1129–1138.
Les, F., J. M. Arbones-Mainar, M. S. Valero, and V. Lopez (2018) Pomegranate polyphenols and urolithin A inhibit α-glucosidase, dipeptidyl peptidase-4, lipase, triglyceride accumulation and adipogenesis related genes in 3T3-L1 adipocyte-like cells. J. Ethnopharmacol. 220: 67–74.
Mosmann, T. (1983) Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J. Immunol. Methods. 65: 55–63.
Kang, B., C. Y. Kim, J. Hwang, K. Jo, S. Kim, H. J. Suh, and H. S. Choi (2019) Punicalagin, a pomegranate-derived ellagitannin, suppresses obesity and obesity-induced inflammatory responses via the Nrf2/Keap1 signaling pathway. Mol. Nutr. Food Res. 63: e1900574.
Wang, L., Y. Wei, C. Ning, M. Zhang, P. Fan, D. Lei, J. Du, M. Gale, Y. Ma, and Y. Yang (2019) Ellagic acid promotes browning of white adipose tissues in high-fat diet-induced obesity in rats through suppressing white adipocyte maintaining genes. Endocr. J. 66: 923–936.
Han, Q. A., C. Yan, L. Wang, G. Li, Y. Xu, and X. Xia (2016) Urolithin A attenuates ox-LDL-induced endothelial dysfunction partly by modulating microRNA-27 and ERK/PPAR-γ pathway. Mol. Nutr. Food Res. 60: 1933–1943.
Seale, P., S. Kajimura, W. Yang, S. Chin, L. M. Rohas, M. Uldry, G. Tavernier, D. Langin, and B. M. Spiegelman (2007) Trans-criptional control of brown fat determination by PRDM16. Cell Metab. 6: 38–54.
Sharp, L. Z., K. Shinoda, H. Ohno, D. W. Scheel, E. Tomoda, L. Ruiz, H. Hu, L. Wang, Z. Pavlova, V. Gilsanz, and S. Kajimura (2012) Human BAT possesses molecular signatures that resemble beige/brite cells. PLoS One. 7: e49452.
Tiraby, C., G. Tavernier, C. Lefort, D. Larrouy, F. Bouillaud, D. Ricquier, and D. Langin (2003) Acquirement of brown fat cell features by human white adipocytes. J. Biol. Chem. 278: 33370–33376.
Vega, R. B., J. M. Huss, and D. P. Kelly (2000) The coactivator PGC-1 cooperates with peroxisome proliferator-activated receptor α in transcriptional control of nuclear genes encoding mitochondrial fatty acid oxidation enzymes. Mol. Cell. Biol. 20: 1868–1876.
Toney, A. M., R. Fan, Y. Xian, V. Chaidez, A. E. Ramer-Tait, and S. Chung (2019) Urolithin A, a gut metabolite, improves insulin sensitivity through augmentation of mitochondrial function and biogenesis. Obesity. 27: 612–620.
Farmer, S. R. (2006) Transcriptional control of adipocyte formation. Cell Metab. 4: 263–273.
Tung, Y. C., P. H. Hsieh, M. H. Pan, and C. T. Ho (2017) Cellular models for the evaluation of the antiobesity effect of selected phytochemicals from food and herbs. J. Food Drug Anal. 25: 100–110.
Hardie, D. G., F. A. Ross, and S. A. Hawley (2012) AMPK: A nutrient and energy sensor that maintains energy homeostasis. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13: 251–262.
Viollet, B., S. Horman, J. Leclerc, L. Lantier, M. Foretz, M. Billaud, S. Giri, and F. Andreelli (2010) AMPK inhibition in health and disease. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 45: 276–295.
Duncan, R. E., M. Ahmadian, K. Jaworski, E. Sarkadi-Nagy, and H. S. Sul (2007) Regulation of lipolysis in adipocytes. Annu. Rev. Nutr. 27: 79–101.
Nielsen, T. S., N. Jessen, J. O. L. Jørgensen, N. Møller, and S. Lund (2014) Dissecting adipose tissue lipolysis: molecular regulation and implications for metabolic disease. J. Mol. Endocrinol. 52: R199–R222.
Hondares, E., R. Iglesias, A. Giralt, F. J. Gonzalez, M. Giralt, T. Mampel, and F. Villarroya (2011) Thermogenic activation induces FGF21 expression and release in brown adipose tissue. J. Biol. Chem. 286: 12983–12990.
Cao, W., K. W. Daniel, J. Robidoux, P. Puigserver, A. V. Medvedev, X. Bai, L. M. Floering, B. M. Spiegelman, and S. Collins (2004) p38 mitogen-activated protein kinase is the central regulator of cyclic AMP-dependent transcription of the brown fat uncoupling protein 1 gene. Mol. Cell Biol. 24: 3057–3067.
Whittle, A. J., S. Carobbio, L. Martins, M. Slawik, E. Hondares, M. J. Vázquez, D. Morgan, R. I. Csikasz, R. Gallego, S. Rodriguez-Cuenca, M. Dale, S. Virtue, F. Villarroya, B. Cannon, K. Rahmouni, M. López, and A. Vidal-Puig (2012) BMP8B increases brown adipose tissue thermogenesis through both central and peripheral actions. Cell. 149: 871–885.
Choi, J. H., S. W. Kim, R. Yu, and J. W. Yun (2017) Monoterpene phenolic compound thymol promotes browning of 3T3-L1 adipocytes. Eur. J. Nutr. 56: 2329–2341.
Cao, W., A. V. Medvedev, K. W. Daniel, and S. Collines (2001) β-adrenergic activation of p38 MAPK kinase in adipocytes: cAMP induction of the uncoupling protein 1 (UCP1) gene requires p38 MAP kinase. J. Biol. Chem. 276: 27077–27082.