Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Những hiểu biết về biên dịch và proteomics về hoạt động phytotoxic của các giống khoai tây liên giống với hàm lượng glycoalkaloid thấp
Tóm tắt
Glycoalkaloid là hợp chất sinh hoạt có tác dụng sinh học, đóng góp vào phản ứng phòng vệ của thực vật chống lại sự tấn công của động vật ăn cỏ và trong quá trình bệnh lý. Các loài thực vật thuộc họ cà (Solanaceae), bao gồm các loài khoai tây nuôi trồng và hoang dã, là nguồn cung cấp glycoalkaloid steroid. Các loài cây họ Solanum khác nhau về hàm lượng và thành phần glycoalkaloid trong các cơ quan. Trong các loài khoai tây hoang dã và nuôi trồng, đã phát hiện hơn 50 glycoalkaloid steroid. Glycoalkaloid steroid được công nhận là các hợp chất có tiềm năng allelopathic/phytotoxic có thể làm thay đổi sự phát triển của các loài cây mục tiêu. Dữ liệu về tác động của thành phần glycoalkaloid lên tiềm năng phytotoxic của chúng là rất hạn chế. Sự có mặt của α-solasonine và α-solamargine trong chiết xuất lá khoai tây tương ứng với tiềm năng phytotoxic cao của các chiết xuất này. Trong số các gen biểu hiện khác nhau giữa các khối lá khoai tây có tiềm năng phytotoxic cao và thấp, các bản sao được điều chỉnh tăng cường nhiều nhất trong mẫu có tiềm năng phytotoxic cao là anthocyanin 5-aromatic acyltransferase-like và subtilisin-like protease SBT1.7-bản sao biến thể X2. Các gen điều chỉnh giảm nhiều nhất là carbonic anhydrase chloroplastic-like và miraculin-like. Phân tích các protein biểu hiện khác biệt cho thấy rằng nhóm protein phong phú nhất liên quan đến stress và phòng vệ, bao gồm glucan endo-1,3-beta-glucosidase isoform acid, có mức độ biểu hiện cao hơn 47,96 lần trong chiết xuất lá khoai tây có tiềm năng phytotoxic thấp. Tiềm năng phytotoxic của chiết xuất lá khoai tây với hàm lượng glycoalkaloid thấp được xác định bởi thành phần cụ thể của các hợp chất này trong chiết xuất lá, trong đó α-solasonine và α-solamargine có thể đóng vai trò quan trọng. Các hồ sơ gen và protein biểu hiện khác biệt không tương ứng với con đường sinh tổng hợp glycoalkaloid trong việc biểu hiện tiềm năng phytotoxic. Chúng ta không thể loại trừ khả năng tiềm năng phytotoxic bị ảnh hưởng bởi các hợp chất khác có tác dụng đối kháng hoặc có thể làm giảm hiệu ứng của glycoalkaloid.
Từ khóa
#glycoalkaloid #phytotoxicity #Solanum #khoai tây #gene #proteinTài liệu tham khảo
Macias FA, Marin D, Oliveros-Bastidas A, Varela RM, Simonet AM, Carrera C, et al. Allelopathy as a new strategy for sustainable ecosystems development. Biol Sci Space. 2003;17:18–23.
Trezzi MM, Vidal RA, Balbinot AA, Bittencourt H von H, Souza Filho APS. Allelopathy: driving mechanisms governing its activity in agriculture. J Plant Int 2016;11:53–60.
Gniazdowska A, Bogatek R. Allelopathic interactions between plants. Multi site action of allelochemicals. Acta Physiol Plant. 2005;27:395–407.
Findura P, Hara P, Szparaga A, Kocira S, Czerwińska E, Bartoš P, et al. Evaluation of the effects of allelopathic aqueous plant extracts, as potential preparations for seed dressing, on the modulation of cauliflower seed germination. Agriculture. 2020;10:122.
Böttger A, Vothknecht U, Bolle C, Wolf A. Plant secondary metabolites and their general function in plants. In: Lessons on caffeine, cannabis & co. Learning Materials Biosci. (eds). Cham: Springer; 2018. p. 3–17. http://doiorg-443.webvpn.fjmu.edu.cn/10.1007/978-3-319-99546-5_1.
Zaynab M, Fatimab M, Abbasc S, Sharifd Y, Umairc M, Zafare MH, et al. Role of secondary metabolites in plant defense against pathogens. Microb Pathog. 2018;124:198–202.
Gebhardt C. The historical role of species from the Solanaceae plant family in genetic research. Theor Appl Genet. 2016;129:2281–94.
Castañeda-Álvarez NP, de Haan S, Juárez H, Khoury CK, Achicanoy HA, Sosa CC, et al. Ex situ conservation priorities for the wild relatives of potato (Solanum L. section Petota). PLoS One. 2015;10:e0122599.
Friedman M, McDonald GM. Potato glycoalkaloids: chemistry, analysis, safety, and plant physiology. Crit Rev Plant Sci. 1997;16:55–132.
Morillo M, Rojas J, Lequart V, Lamarti A, Martin D. Natural and synthetic derivatives of the steroidal glycoalkaloids of Solanum genus and biological activity. Nat Prod Chem Res. 2020;8:371.
Shakya R, Navarre DA. LC-MS analysis of solanidane glycoalkaloid diversity among tubers of four wild potato species and three cultivars (Solanum tuberosum). J Agric Food Chem. 2008;56:6949–58.
Smith DB, Roddick JG, Jones JL. Potato Glycoalkaloids: some unanswered questions. Trends Food Sci Technol. 1996;7:126–31.
Siddique MAB, Brunton N. Food Glycoalkaloids: distribution, structure, cytotoxicity, extraction, and biological activity. In: Alkaloids - their importance in nature and human life; 2019. p. 13–5.
Jeandet P, Clément C, Courot E, Cordelier S. Modulation of phytoalexin biosynthesis in engineered plants for disease resistance. J Mol Sci. 2013;14:14136–70.
Fewell AM, Roddick JG. Interactive antifungal activity of the glycoalkaloids α-solanine and α-chaconine. Phytochem. 1993;33:323–8.
Sołtys-Kalina D, Murawska Z, Strzelczyk-Żyta D, Wasilewicz-Flis I, Marczewski W. Phytotoxic potential of cultivated and wild potato species (Solanum sp.): role of glycoalkaloids, phenolics and flavonoids in phytotoxicity against mustard (Sinapis alba L.). Acta Physiol Plant. 2019;41:55.
Fukushima A, Kusano M, Redestig H, Arita M, Saito K. Integrated omics approaches in plant systems biology. Curr Op Chem Biol. 2009;13:532–8.
Alexander MM, Cilia MA. Molecular tug-of-war: global plant proteome changes during viral infection. Curr Plant Biol. 2016;5:13–24.
Veilleux R, Miller AR. Hybrid breakdown in the F1 between Solanum chacoense and S. phureja and gene transfer for leptine biosynthesis. J Am Soc Hortic Sci. 1998;123:854–8.
Sinden SL, Lind LS, Deahl KL. Segregation of leptine glycoalkaloids in Solanum chacoense bitter. J Agric Food Chem. 1986;34:372–7.
Deahl KL, Sinden SL, Young RJ. Evaluation of wild tuber-bearing Solanum accessions for foliar glycoalkaloid level and composition. Am Pot J. 1993;70:61–9.
Mweetwa AM, Hunter D, Poe R, Harich KC, Ginzberg I, Veilleux RE, Tokuhisa JG. Steroidal glycoalkaloids in Solanum chacoense. Phytochemistry. 2012;75:32–40.
Joshi JR, Yao L, Charkowski AO, Heuberger AL. Metabolites from wild potato inhibit virulence factors of the soft rot and blackleg pathogen Pectobacterium brasiliense. MPMI. 2020; https://doi.org/10.1094/MPMI-08-20-0224-R.
Fukuhara K, Kubo I. Isolation of steroidal glycoalkaloids from Solanum incanum by two countercurrent chromatographic methods. Phytochem. 1991;30:485–687.
Sun F, Li S, He D, Cao G, Ni X, Tai G, et al. Effects of glycoalkaloids from Solanum plants on cucumber root growth. Phytochem. 2010;71:1534–8.
Chowański S, Adamski Z, Marciniak P, Rosiński G, Büyükgüzelet E, Büyükgüzel K, et al. A review of bioinsecticidal activity of Solanaceae alkaloids. Toxins (Basel). 2016;8:60.
Yencho GC, Kowalski SP, Kennedy GG, Sanford LL. Segregation of leptine glycoalkaloids and resistance to Colorado potato beetle (Leptinotarsa decemlineata (Say)) in F2 Solanum tuberosum (4x) ×S. chacoense (4x) potato progenies. Am J Pot Res. 2000;77:167.
Schreiber K. Steroid alkaloids, the Solanum group. In: The Alkaloids. Vol. X, Manske RHF, Holmes HL. (Eds). New York: AcademicPress; 1968. p. 1–192.
Itkin M, Heinig U, Tzfadia O, Bhide AJ, Shinde B, Cardenas PD, et al. Biosynthesis of antinutritional alkaloids in solanaceous crops is mediated by clustered genes. Science. 2013;341:175–9.
Nakayasu M, Umemoto N, Ohyama K, Fujimoto Y, Lee HJ, Watanabe B, et al. A dioxygenase catalyzes steroid 16α-hydroxylation in steroidal glycoalkaloid biosynthesis. Plant Physiol. 2017;175:120–33.
Peng Z, Wang P, Tang D, Shang Y, Li C-H, Huang S-W, et al. Inheritance of steroidal glycoalkaloids in potato tuber flesh. J Integr Agric. 2019;18:2255–63.
Hain R, Reif HJ, Krause E, Langebartels R, Kindl H, Vornam B, et al. Disease resistance results from foreign phytoalexin expression in a novel plant. Nature. 1993;361:153–6.
Bell AA. Biochemical mechanisms of disease resistance. Annu Rev Plant Physiol. 1981;32:21–81.
Morohashi Y, Matsushima H. Development of β-1,3-glucanase activity in germinated tomato seeds. J Exp Bot. 2000;51:1381–7.
Beffa RS, Neuhaus JM, Meins F Jr. Physiological compensation in antisense transformants: specific induction of an "ersatz" glucan endo-1,3-fB-glucosidase in plants infected with necrotizing viruses. Proc Natl Acad Sci U S A. 1993;19:8792–6.
Foss EJ, Radulovic D, Shaffer SA, Ruderfer DM, Bedalov A, Goodlett DR, et al. Genetic basis of proteome variation in yeast. Nat Genet. 2007;39:1369–75.
Vogel C, Marcotte EM. Insights into the regulation of protein abundance from proteomic and transcriptomic analyses. Nat Rev Genet. 2012;13:227–32.
Gonzales-Vigila E, Bianchetti CM, Phillips GN Jr, Howea GA. Adaptive evolution of threonine deaminase in plant defense against insect herbivores. PNAS. 2011;108:5897–902.
Wasilewko J, Buraczewska L. Chemical composition including content of amino acids, minerals and alkaloids in seeds of three lupin species cultivated in Poland. J Anim Feed Sci. 1999;8:1–12.
Sawaya ACHF, Abreu IN, Andreazza NL, Eberlin MN, Mazzafera P. Pilocarpine and related alkaloids in Pilocarpus Vahl (Rutaceae). In: Alkaloids: Properties, applications and pharmacological effects; 2010. p. 63–80.
Robinson T. Some miscellaneous alkaloids. In: The biochemistry of alkaloids; 1981. p. 145–7.
Fraser JA, Davis MA, Hynes MJ. The formamidase gene of Aspergillus nidulans: regulation by nitrogen metabolite repression and transcriptional interference by an overlapping upstream gene. Genetics. 2000;157:119–31.
Huang D, Weiren W, Abrams SR, Cutler AJ. The relationship of drought-related gene expression in Arabidopsis thaliana to hormonal and environmental factors. J Exp Bot. 2008;59:2991–3007.
Andreu A, Oliva C, Distel S, Daleo G. Production of phytoalexins, glycoalkaloids and phenolics in leaves and tubers of potato cultivars with different degrees of field resistance after infection with Phytophthora infestans. Am J Potato Res. 2001;44:1–9.
Maurya S, Singh D. Kr., quantitative analysis of total phenolic content in Adhatoda vasica Nees extracts. Int J pharm tech. Res. 2010;2:2403–6.
Chang CC, Yang MH, Wen HM, Chern JC. Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. J Food Drug Anal. 2002;10:178–82.
Zou C, Wang P, Xu Y. Bulked sample analysis in genetics, genomics and crop improvement. Plant Biotech J. 2016;14:1941–55.
Chomczyński P, Sacchi N. Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction. Anal Biochem. 1987;162:156–9.
Szajko K, Strzelczyk-Żyta D, Marczewski W. Comparison of leaf proteomes of potato (Solanum tuberosum L.) genotypes with ER- and HR-mediated resistance to PVY infection. Eur J Plant Pathol. 2018;150:375–85.
Smith PK, Krohn RI, Hermanson GT, Mallia AK, Gartner FH, Provenzano MD, et al. Measurement of protein using bicinchoninic acid. Anal Biochem. 1985;150:76–8.
Lebecka R, Kistowski M, Debski J, Szajko K, Murawska Z, Marczewski W. Quantitative proteomic analysis of differentially expressed proteins in tubers of potato plants differing in resistance to Dickeya solani. Plant Soil. 2019;441:317–29.
Bakun M, Niemczyk M, Domanski D, Jazwiec R, Perzanowska A, Niemczyk S, et al. Urine proteome of autosomal dominant polycystic kidney disease patients. Clin Proteomics. 2012;9:13.
Malinowska A, Kistowski M, Bakun M, Rubel T, Tkaczyk M, Mierzejewska J, et al. Diffprot – software for non-parametric statistical analysis of differential proteomics data. J Proteome. 2012;75:4062–73.