Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Thời gian phát triển tủy sống với các tế bào tiền thân thần kinh mất khả năng tăng sinh: phân tích lý thuyết
Tóm tắt
Trong quá trình phát triển của ống thần kinh ở gà và động vật có vú, các tế bào gốc thần kinh tăng sinh và biệt hóa theo một mô hình không gian-thời gian điển hình. Nhiều yếu tố đã được xác định trong việc kiểm soát quá trình này, từ các morphogen định hình ở quy mô mô đến các yếu tố nội tại trong các tế bào tiền thân thần kinh. Trong một nghiên cứu trước đó (Bonnet et al. eLife 7, 2018), chúng tôi đã chỉ ra rằng phosphatase CDC25B thúc đẩy sự chuyển tiếp từ quá trình tăng sinh sang sự biệt hóa bằng cách kích thích các phép chia thần kinh, cho thấy rằng nó hoạt động như một yếu tố trưởng thành cho các tế bào tiền thân thần kinh. Trong nghiên cứu trước đó này, chúng tôi đã thiết lập một mô hình toán học liên kết các chế độ phân chia tiền thân cố định với động lực học của các quần thể tiền thân và đã biệt hóa. Ở đây, chúng tôi mở rộng mô hình này theo thời gian để đề xuất một bức tranh động học hoàn chỉnh về quá trình này. Chúng tôi bắt đầu từ mô hình chuẩn rằng các tiền thân là đồng nhất và có thể thực hiện bất kỳ loại chia nào (phân chia tăng sinh tạo ra hai tiền thân, các phép chia thần kinh không đối xứng tạo ra một tiền thân và một neuron, và các phép chia đối xứng tận cùng tạo ra hai neuron). Chúng tôi hiệu chỉnh mô hình này bằng cách sử dụng dữ liệu được công bố bởi Saade et al. (Cell Reports 4, 2013) về các chế độ phân chia và động lực quần thể của các tiền thân/neuron ở các giai đoạn phát triển khác nhau. Tiếp theo, chúng tôi khám phá các kịch bản trong đó quần thể tiền thân thực sự bị chia thành hai nguồn khác nhau, một trong số đó được tạo thành từ các tế bào đã mất khả năng thực hiện các phép chia tăng sinh. Kịch bản trong đó phân chia thần kinh không đối xứng sẽ gây ra sự mất khả năng tăng sinh dường như rất đáng chú ý.
Từ khóa
#tủy sống #tế bào tiền thân thần kinh #tăng sinh #biệt hóaTài liệu tham khảo
Doe CQ. Temporal Patterning in the Drosophila CNS. Annu Rev Cell Dev Biol. 2017; 33:219–40. https://doi.org/10.1146/annurev-cellbio-111315-125210.
Kang KH, Reichert H. Control of neural stem cell self-renewal and differentiation in Drosophila. Cell Tissue Res. 2015; 359(1):33–45. https://doi.org/10.1007/s00441-014-1914-9.
Syed MH, Mark B, Doe CQ. Playing Well with Others: Extrinsic Cues Regulate Neural Progenitor Temporal Identity to Generate Neuronal Diversity. Trends Genet. 2017; 33(12):933–42. https://doi.org/10.1016/j.tig.2017.08.005.
Molyneaux BJ, Arlotta P, Menezes JRL, Macklis JD. Neuronal subtype specification in the cerebral cortex,. Nat Rev Neurosci. 2007; 8(6):427–37. https://doi.org/10.1038/nrn2151.
Taverna E, Götz M, Huttner WB, Vol. 30. The Cell Biology of Neurogenesis: Toward an Understanding of the Development and Evolution of the Neocortex; 2014. pp. 465–502. https://doi.org/10.1146/annurev-cellbio-101011-155801. http://www.annualreviews.org/doi/10.1146/annurev-cellbio-101011-155801.
Kicheva A, Bollenbach T, Ribeiro A, Valle HP, Lovell-Badge R, Episkopou V, Briscoe J. Coordination of progenitor specification and growth in mouse and chick spinal cord. Science. 2014; 345(6204):1254927. https://doi.org/10.1126/science.1254927.
Kicheva A, Briscoe J. Developmental Pattern Formation in Phases. Trends Cell Biol. 2015; 25(10):579–91. https://doi.org/10.1016/j.tcb.2015.07.006.
Zagorski M, Tabata Y, Brandenberg N, Lutolf MP, Tkačik G, Bollenbach T, Briscoe J, Kicheva A. Decoding of position in the developing neural tube from antiparallel morphogen gradients. Science. 2017; 356(6345):1379–83. https://doi.org/10.1126/science.aam5887.
Agius E, Bel-Vialar S, Bonnet F, Pituello F. Cell cycle and cell fate in the developing nervous system: the role of CDC25B phosphatase. Cell Tissue Res. 2015; 359(1):201–13. https://doi.org/10.1007/s00441-014-1998-2.
Peco E, Escude T, Agius E, Sabado V, Medevielle F, Ducommun B, Pituello F. The CDC25B phosphatase shortens the G2 phase of neural progenitors and promotes efficient neuron production. Development. 2012; 139(6):1095–104. https://doi.org/10.1242/dev.068569.
Bonnet F, Molina A, Roussat M, Azais M, Vialar S, Gautrais J, Pituello F, Agius E. Neurogenic decisions require a cell cycle independent function of the CDC25B phosphatase. eLife. 2018; 7. https://doi.org/10.7554/eLife.32937.
Danesin C, Soula C. Moving the Shh Source over Time: What Impact on Neural Cell Diversification in the Developing Spinal Cord?J Dev Biol. 2017; 5(2):4. https://doi.org/10.3390/jdb5020004.
Lander AD, Gokoffski KK, Wan FYM, Nie Q, Calof AL. Cell lineages and the logic of proliferative control. PLoS Biol. 2009; 7(1):15. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1000015.
Saade M, Gutiérrez-Vallejo I, LeDréau G, Rabadán MA, Miguez DG, Buceta J, Martí E. Sonic hedgehog signaling switches the mode of division in the developing nervous system. Cell Rep. 2013; 4(3):492–503. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2013.06.038.
Molina A, Pituello F. Playing with the cell cycle to build the spinal cord. Dev Biol. 2016; 432(1):14–23. https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2016.12.022.
Azaïs M. Embryogenèse de la moelle épinière: de la dynamique collective observable à une proposition de modèle comportemental à l’échelle cellulaire. Phd thesis (in french), Université de Toulouse. 2018. https://doi.org/10.13140/RG.2.2.25828.83848.
Takahashi T, Nowakowski RS, Caviness VS. The leaving or Q fraction of the murine cerebral proliferative epithelium: a general model of neocortical neuronogenesis,. J Neurosci. 1996; 16(19):6183–96. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.16-19-06183.1996.
Nowakowski RS, Caviness VS, Takahashi T, Hayes NL. Population dynamics during cell proliferation and neuronogenesis in the developing murine neocortex. Results Probl Cell Differ. 2002; 39:1–25. https://doi.org/10.1007/978-3-540-46006-0_1.
Míguez DG. A Branching Process to Characterize the Dynamics of Stem Cell Differentiation. Sci Rep. 2015; 5(1):13265. https://doi.org/10.1038/srep13265.