Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Các điểm tham chiếu nhiệt độ như một chỉ số để theo dõi nhiệt độ cơ thể ở động vật biển
Tóm tắt
Theo dõi nhiệt độ cơ thể là rất quan trọng trong chăm sóc thú y vì những biến động nhỏ có thể cho thấy sự rối loạn. Nhiệt độ trực tràng thường được sử dụng làm đại diện cho nhiệt độ cơ thể, nhưng việc đo lường nó đòi hỏi thiết bị đặc biệt, đào tạo hoặc phải giữ chặt, và có thể gây căng thẳng cho động vật. Nhiệt độ hồng ngoại là một phương pháp thay thế giúp giảm bớt căng thẳng khi xử lý, an toàn hơn cho kỹ thuật viên và hoạt động hiệu quả đối với những động vật chưa được đào tạo. Nghiên cứu này đã phân tích các điểm tham chiếu nhiệt độ trong năm loài động vật biển: cá heo mũi trơn (Tursiops truncatus); cá voi beluga (Delphinapterus leucas); sư tử biển Patagonia (Otaria flavescens); chó biển cảng (Phoca vitulina); và hải mã Thái Bình Dương (Odobenus rosmarus divergens). Phân tích hình ảnh nhiệt cho thấy rằng nhiệt độ niêm mạc lỗ thông khí trong lành là chỉ số đáng tin cậy nhất về nhiệt độ cơ thể ở loài cá voi. Nhiệt độ đo được trong quá trình hô hấp tự nguyện với camera giữ thẳng đứng gần như giống hệt với nhiệt độ trực tràng ở cá heo mũi trơn và chỉ thấp hơn 1 °C so với nhiệt độ trực tràng ở cá voi beluga. Đối với các loài hải cẩu, nhiệt độ ở mắt dường như là tham số tốt nhất để kiểm soát nhiệt độ. Trong các loài này, thời gian trung bình cần thiết để nhiệt độ ổn định sau khi lên bờ và nhiệt độ trung bình ở trạng thái ổn định khác nhau theo loài: sư tử biển Patagonia, 10 phút, 31,13 °C; chó biển cảng, 10 phút, 32,27 °C; hải mã Thái Bình Dương, 5 phút, 29,93 °C. Các điểm tham chiếu nhiệt tốt nhất và ổn định nhất để theo dõi nhiệt độ cơ thể ở động vật biển là lỗ thông khí ở loài cá voi và mắt ở loài hải cẩu.
Từ khóa
#nhiệt độ cơ thể #động vật biển #theo dõi sức khỏe #phương pháp hồng ngoại #sinh lý học động vậtTài liệu tham khảo
Williams TM, Worthy GAJ. Anatomy and physiology: the challenge of aquatic living. In: Hoelzel AR, editor. Marine mammal biology: an evolutionary approach. Oxford: Blackwell Science; 2002. p. 73–97.
Nadel ER. Energy exchanges in water. Undersea Biomed Res. 1984;11:149–58.
Dejours P. Water and air physical characteristics and their physiological consequences. In: Dejours P, Bolis L, Taylor CR, Weibel ER, editors. Comparative physiology: life in water and on land. Padova: Liviana Press; 1987. p. 3–11.
Jones B. A reappraisal of the use of infrared thermal image analysis in medicine. IEEE Trans Med Imag. 1998;17(6):1019–27.
Johnson SR, Rao S, Hussey SB, Morley PS, Traub-Dargatz JL. Thermographic eye temperature as an index to body temperature in ponies. J Equine Vet Sci. 2011;31:63–6.
Katsumata E. Study on reproduction of captive marine mammals. J Reprod Dev. 2010;56(1):1–8.
Morrison P. Body temperatures in some Australian mammals. III. Cetacea (Megaptera). Biol Bull. 1962;123:154–69.
Whittow GC, Hampton IFG, Matsuura DT, Ohata CA, Smith RM, Allen JF. Body temperature of three species of whales. J Mamm. 1974;55(3):653–6.
Geraci JR, Lounsbury VJ. Marine mammals ashore. a field guide for strandings. Galveston: A&M Sea Grant Publication; 1993.
Walsh MT, Gaynor EV. Thermal imaging of marine mammals. In: Dierauf L, Gulland FMD, editors. CRC handbook of marine mammal medicine. 2nd edition ed. Florida: CRC Press; 2001. p. 643–52.
Michaud A. Comparison of an infrared ear thermometer to rectal thermometers in cats. Fel Pract. 1996;24:25–30.
Greer RJ, Cohn LA, Dodam JR, Wagner-Mann CC, Mann FA. Comparison of three methods of temperature measurement in hypothermic, euthermic, and hyperthermic dogs. J Am Vet Med Assoc. 2007;230(12):1841–8.
Pabst DA, Rommel SA, McLellan WA, Williams TM, Rowles TK. Thermoregulation of the intra-abdominal testes of the bottlenose dolphin (Tursiops truncatus) during exercise. J Exp Biol. 1995;198:221–6.
Rommel SA, Pabst DA, McLellan WA, Williams TM, Friedl WA. Temperature regulation of the testes of the bottlenose dolphin (Tursiops truncatus): evidence from colonic temperatures. J Comp Physiol B. 1994;164(2):130–4.
Rommel SA, Pabst DA, McLellan WA. Functional morphology of the vascular plexuses associated with the cetacean uterus. Anat Rec. 1993;237(4):538–46.
Rommel SA, Pabst DA, McLellan WA, Mead JG, Potter CW. Anatomical evidence for a countercurrent heat exchanger associated with dolphin testes. Anat Rec. 1992;232(1):150–6.
Sousa MG, Carareto R, Pereira-Junior VA, Aquino MC. Comparison between auricular and standard rectal thermometers for the measurement of body temperature in dogs. Can Vet J. 2011;52(4):403–6.
Rexroat J, Benish K, Fraden J. Clinical accuracy of Vet-Temp™ instant ear thermometer: Comparative study with dogs and cats. www.mimi12.com/img/Clinical_Accuracy.pdf.
McCafferty DJ. The value of infrared thermography for research on mammals: previous applications and future directions. Mamm Rev. 2007;37(3):177–255.
Yanmaz LE, Okumus Z, Dogan E. Instrumentation of thermography and its application in horses. J Anim Vet Adv. 2007;6:858–62.
Hilsberg-Merz S. Infrared thermography in zoo and wild animals. In: Fowler ME, Miller RE, editors. Zoo and wild animal medicine, current therapy, vol. 6. Philadelphia: WB Saunders Company; 2007. p. 20–32.
Rodríguez-Prieto V, Rubio-García A, Melero M, García D, Sánchez-Vizcaíno JM. Identification of the pattern of appearance and development of thermal windows in the skin of juvenile Pacific walruses (Odobenus rosmarus divergens) in a controlled environment. Mar Mamm Sci. 2013;29(1):167–76.
Mauck B, Bilgmann K, Jones DD, Eysel U, Dehnhardt G. Thermal windows on the trunk of hauled-out seals: hot spots for thermoregulatory evaporation? J Exp Biol. 2003;206:1727–38.
Cuyler LC, Wiulsrød R, ØRitsland NA. Thermal infrared radiation from free living whales. Mar Mamm Sci. 1992;8(2):120–34.
Barbieri MM, McLellan WA, Wells RS, Blum JE, Hofmann S, Gannon J, Pabst DA. Using infrared thermography to assess seasonal trends in dorsal fin surface temperatures of free-swimming bottlenose dolphins (Tursiops truncatus) in Sarasota Bay, Florida. Mar Mamm Sci. 2010;26(1):53–66.
Dunbar M, Johnson SR, Rhyan JC, McCollum M. Use of infrared thermography to detect thermographic change in mule deer (Odocoileus hemionus) experimentally infected with foot-and-mouth disease. J Zoo Wildl Med. 2009;40:296–301.
Purslow C, Wolffsohn JS. The relation between physical properties of the anterior eye and ocular surface temperature. Optom Vis Sci. 2007;84:197–201.
Ng EYK, Kaw GJL. IR images and fever monitoring devices: physics, physiology, and clinical accuracy. In: Bronizino JD, editor. Medical devices and systems, biomedical engineering handbook. 3rd edition ed. Florida: CRC Press; 2006. p. 1–20.
Campbell GS, Norman JM. Radiation basics. In: Introduction An, editor. to Environmental Biophysics. 2nd edition ed. New York: Springer; 1998. p. 147–65.
Mass AM, Supin AY. Adaptative features of aquatic mammals’ eye. Anat Rec. 2007;290:701–15.
Ninomiya H, Yoshida E. Functional anatomy of the ocular circulatory system: vascular corrosion casts of the cetacean eye. Vet Ophthalmol. 2007;10(4):231–8.
Morgan PB, Soh MP, Efron N. Potential applications of ocular thermography. Optom Vis Sci. 1993;70(7):568–76.