Khung chuyển hóa glucose của các điều kiện khuyến khích sự sản xuất quá mức của sắc tố đồng văn: cơ chế khuyến khích sắc tố và phát triển hệ thống nuôi cấy chuyển tiếp eutrophic-oligotrophic cụ thể

Bioprocess and Biosystems Engineering - Tập 36 - Trang 947-957 - 2012
Wang Hailei1,2, Zhou Zhenzhen1, Wang Gang1, Liu Yufeng1, Li Hui1, Li Ping1
1College of Life Sciences, Henan Normal University, Xinxiang, China
2Biotechnology Engineerization Center of Hubei High-tech Innovation and Business Incubation Center, Chinese Academy of Sciences, Wuhan, China

Tóm tắt

Cơ chế khuyến khích một sắc tố đỏ tiềm năng (RPc) đã được nghiên cứu trong bài báo này. Có một mối quan hệ cạnh tranh điển hình giữa Penicillium sp. HSD07B và Candida tropicalis trong quá trình đồng nuôi cấy, và C. tropicalis chuyển đổi glucose thành glycerol, axit hữu cơ và các chất khác, dẫn đến việc hạn chế glucose nghiêm ngặt hơn và sự tiết ra RPc. Hơn nữa, một hệ thống nuôi cấy chuyển tiếp eutrophic-oligotrophic mới (E-OTCS) đã được phát triển để sản xuất sắc tố đỏ trong quá trình nuôi cấy đơn lẻ của Penicillium sp. HSD07B. Tuy nhiên, sắc tố nuôi cấy đơn (RPm) khác với RPc về thành phần, và RP3 cùng RP4 chỉ xuất hiện trong RPm khi có cung cấp glycerol. Thêm vào đó, việc bổ sung glycerol và axit hữu cơ vào môi trường đã cạn kiệt glucose có thể cải thiện đáng kể năng suất sắc tố. Những thực tế này không chỉ chứng minh tính khả thi của việc sản xuất RPm sử dụng E-OTCS, mà còn tiết lộ rằng, ngoài việc cạn kiệt glucose, sự tích tụ của các chất chuyển hóa của glucose, bao gồm glycerol và axit hữu cơ, cũng là một yếu tố quan trọng ảnh hưởng đến sản xuất RPc.

Từ khóa

#sắc tố đỏ #Penicillium sp. #Candida tropicalis #chuyển hóa glucose #hệ thống nuôi cấy chuyển tiếp eutrophic-oligotrophic

Tài liệu tham khảo

Downham A, Collins P (2000) Colouring our foods in the last and next millennium. Int J Food Sci Tech 35:5–22 Mapari SAS, Nielsen KF, Larsen TO, Frisvad JC, Meyer AS, Thrane U (2005) Exploring fungal biodiversity for the production of water-soluble pigments as potential natural food colorants. Curr Opin Biotechnol 16:231–238 Mortensen A (2006) Carotenoids and other pigments as natural colorants. Pure Appl Chem 78:1477–1491 Mapari SAS, Thrane U, Anne SM (2010) Fungal polyketide azaphilone pigments as future natural food colorants? Trends Biotechnol 28:300–307 Arad S, Yaron A (1992) Natural pigments from red microalgae for use in foods and cosmetics. Trends Food Sci Tech 3:92–97 Davoli P, Weber RWS (2002) Carotenoid pigments from the red mirror yeast, Sporobolomyces roseus. Mycologist 16:102–108 Lu Y, Wang L, Xue Y, Zhanga C, Xing XH, Lou K, Zhang ZD, Li Y, Zhang GF, Bi JX, Su ZG (2011) Production of violet pigment by a newly isolated psychrotrophic bacterium from a glacier in Xinjiang, China. Biochem Eng J 57:7–12 Zhang HC, Zhan JX, Su KM, Zhang YX (2006) A kind of potential food additive produced by Streptomyces coelicolor: characteristics of blue pigment and identification of a novel compound, k-actinorhodin. Food Chem 95:186–192 Mapari SAS, Meyer A, Thrane U, Frisvad JC (2009) Identification of potentially safe promising fungal cell factories for the production of polyketide natural food colorants using chemotaxonomic rationale. Microb Cell Fact 8:24 Teng SS, Feldheim W (2001) Anka and anka pigment production. J Ind Microbiol Biotechnol 26:280–282 Liu BH, Wu TS, Su MC, Chung CP, Yu FY (2005) Evaluation of citrinin occurrence and cytotoxicity in Monascus fermentation products. J Agric Food Chem 53:170–175 Mnica SV, Johanna FG (1999) Mutagenicity of commercial Monascus fermentation products and the role of citrinin contamination. Mutat Res-Genet Toxicol Environ Mutagen 4(44):7–16 Wang YH, Wu CH, Chu J, Hao YY, Zhuang YP, Zhang SL (2010) Regulation of branched-chain amino acid catabolism: glucose limitation enhances the component of isovalerylspiramycin for the bitespiramycin production. Bioprocess Biosyst Eng 33:257–265 Bu’Lock JD (1974) Secondary metabolism of microorganisms. Elsevier, Amsterdam Chen MH, Johns MR (1993) Effect of pH and nitrogen source on pigment production by Monascus purpureus. Appl Microbiol Biotechnol 40:132–138 Nam HS, Rhee JS (1991) Effect of carbon source and carbon to nitrogen ratio on carotenogenesis of Rhodotorula glutinis. J Microbiol Biotechnol 1:75–78 Hamdi M, Blanc PJ, Goma G (1996) Effect of aeration conditions on the production of red pigments by Monascus purpureus growth on prickly pear juice. Process Biochem 31:543–547 Pettit RK (2009) Mixed fermentation for natural product drug discovery. Appl Microbiol Biotechnol 83:19–25 Sonnenbichler J, Dietrich J, Peipp H (1994) Secondary fungal metabolites and their biological activities, V. Investigations concerning the induction of biosynthesis of toxic secondary metabolites in basidiomycetes. Biol Chem 375:71–79 Baldrian P (2004) Increase of laccase activity during interspecific interactions of white-rot fungi. FEMS Microbiol Ecol 50:245–253 Degenkolb T, Heinze S, Schlegel B, Strobel G, Gräfe U (2002) Formation of new lipoaminopeptides, acremostatins A, B, and C, by co-cultivation of Acremonium sp. Tbp-5 and Mycogone rosea DSM 12973. Biosci Biotechnol Biochem 66:883–886 Kurosawa K, Ghiviriga I, Sambandan TG, Lessard PA, Barbara JE, Rha C, Sinskey AJ (2008) Rhodostreptomycins, antibiotics biosynthesized following horizontal gene transfer from Streptomyces padanus to Rhodococcus fascians. J Am Chem Soc 130:1126–1127 Zhu F, Lin Y, Marinamide (2006) A novel alkaloid and its methyl ester produced by the application of mixed fermentation technique to two mangrove endophytic fungi from the South China Sea. Chin Sci Bull 51:1426–1430 Wintermute EH, Silver PA (2010) Dynamics in the mixed microbial concourse. Genes Dev 24:2603–2614 Shin CS, Kim HJ, Kim MJ, Ju JY (1998) Morphological change and enhanced pigment production of Monascus when cocultured with Saccharomyces cerevisiae or Aspergillus oryzae. Biotechnol Bioeng 5:576–581 Wang HL, Ren ZF, Li P, Gu YC, Liu GS, Yao JM (2011) Improvement of the production of a red pigment in Penicillium sp. HSD07B synthesized during co-culture with Candida tropicalis. Bioresour Technol 102:6082–6087 Sanae MMI, Takashi A, Juichiro JM (1982) Antibacterial activity of snail mucus mucin. Comp Biochem Physiol A 72:571–574 Savoie JM, Mata G, Billette C (1998) Extracellular laccase production during hyphal interactions between Trichoderma sp. and Shiitake, Lentinula edodes. Appl Microbiol Biotechnol 49:589–593 Reczey K, Szengyel Z, Eklund R, Zacchi G (1996) Cellulase production by T. reesei. Bioresour Technol 57:23–30 Ashworth MFR (1979) Analytical methods for glycerol. Academic Press, New York Shigechi H, Koh J, Fujita Y, Matsumoto T, Bito Y, Ueda M, Satoh E, Fukuda H, Kondo A (2004) Direct production of ethanol from raw corn starch via fermentation by use of a novel surface-engineered yeast strain codisplaying glucoamylase and α-amylase. Appl Environ Microbiol 70:5037–5040 Estrela S, Gudelj I (2010) Evolution of cooperative cross-feeding could be less challenging than originally thought. PLoS ONE 5:e14121 Xie DM, Liu DH, Liu TZ (2001) Modeling of glycerol production by fermentation in different reactor states. Process Biochem 36:1225–1232 Chandel AK, Chandrasekhar G, Radhika K, Ravinder R, Ravindra P (2011) Bioconversion of pentose sugars into ethanol: a review and future directions. Biotechnol Mol Biol Rev 6:8–20 Wang ZX, Zhuge J, Fang HY, Prior BA (2001) Glycerol production by microbial fermentation: a review. Biotechnol Adv 19:201–223