Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Chu kỳ tế bào của vi khuẩn planctomycete Gemmata obscuriglobus liên quan đến sự phân chia tế bào
Tóm tắt
Gemmata obscuriglobus là một thành viên đặc trưng của ngành Planctomycetes có sự khác biệt, tất cả các thành viên đã biết đều là vi khuẩn không có peptidoglycan với cấu trúc tế bào phân chia ngăn và tiến hành quá trình phân chia bằng cách chồi. G. obscuriglobus còn có đặc điểm độc đáo là DNA nucleoid của nó được bao quanh bởi một lớp vỏ gồm hai màng tạo thành cấu trúc tương tự như nucleoid được bao bọc bởi màng của eukaryotes; do đó, G. obscuriglobus trở thành một mô hình đặc biệt cho sinh học tế bào. Dữ liệu genome thảo luận cho G. obscuriglobus cũng như các chuỗi genome hoàn chỉnh đã có cho các planctomycetes khác chỉ ra rằng protein phân chia tế bào chính FtsZ không có trong các planctomycetes này, vì vậy quá trình phân chia tế bào trong ngài planctomycetes có sự quan tâm so sánh đặc biệt. Tính chất bao bọc bằng màng của nucleoid trong G. obscuriglobus cũng gợi ý rằng có thể tồn tại các cơ chế đặc biệt cho việc phân phối cơ thể nhân này đến chồi cũng như phân phối DNA nhiễm sắc trong quá trình phân chia. Do đó, việc khảo sát chu kỳ phân chia tế bào trong G. obscuriglobus và quá trình phân phối nucleoid cũng như hình thành cơ thể nhân trong quá trình phân chia trong vi khuẩn planctomycete này thông qua kính hiển vi quang học và điện tử là rất đáng quan tâm. Sử dụng kính hiển vi tương phản pha và huỳnh quang, cùng với kính hiển vi điện tử truyền qua, chu kỳ phân chia tế bào của G. obscuriglobus đã được xác định. Trong quá trình chồi, chồi được hình thành và phát triển kích thước từ một điểm trên chu vi của tế bào mẹ cho đến khi tách biệt. Tế bào con trưởng thành đóng vai trò như một tế bào mẹ mới và bắt đầu chu kỳ chồi riêng của nó, trong khi tế bào mẹ có thể tự khởi xướng chồi một cách lặp đi lặp lại. Kính hiển vi huỳnh quang của các tế bào G. obscuriglobus được nhuộm DAPI cho thấy rằng sự dịch chuyển của nucleoid và sự hình thành của chồi không xảy ra đồng thời. Kính hiển vi laser quét đồng tâm áp dụng cho các tế bào nhuộm màng cũng như DNA đã xác nhận hành vi của nucleoid và vỏ nucleoid trong quá trình phân chia tế bào. Kính hiển vi điện tử của các tế bào cryosubstituted đã xác nhận những suy luận từ kính hiển vi quang học về sự hiện diện của nucleoid liên quan đến giai đoạn chồi và cho thấy rằng nucleoid chỉ được quan sát trong cả tế bào mẹ và tế bào chồi ở các giai đoạn chồi muộn hơn. Nó cũng gợi ý rằng vỏ nucleoid chỉ hình thành sau khi nucleoid được dịch chuyển vào chồi, vì vỏ chỉ xuất hiện ở các chồi trưởng thành hơn, trong khi các nucleoid không có vỏ xảy ra ở các chồi nhỏ hơn. Vỏ nucleoid dường như xuất phát từ các màng nội bào tế bào (ICM) của cả tế bào mẹ và chồi. Luôn có một lối đi nối giữa tế bào mẹ và chồi trong suốt quá trình chồi cho đến khi tách biệt hai tế bào. Chu kỳ phân chia của vi khuẩn planctomycete có nucleoid G. obscuriglobus có vẻ là một quá trình phức tạp trong đó DNA nhiễm sắc được vận chuyển đến chồi của tế bào con sau khi hình thành ban đầu của chồi, và quá trình này có thể được thực hiện lặp đi lặp lại bởi một tế bào mẹ duy nhất. Chu kỳ phân chia của vi khuẩn planctomycete có nucleoid G. obscuriglobus là một quá trình phức tạp trong đó DNA nucleoid nhiễm sắc được vận chuyển đến chồi của tế bào con sau khi hình thành ban đầu một chồi không có nucleoid. Nucleoid của chồi mới ban đầu là không có màng bao quanh, nhưng cuối cùng sẽ có một lớp vỏ nucleoid hoàn chỉnh gồm hai màng sát nhau như ở tế bào mẹ. Các màng của vỏ nucleoid mới bao quanh nucleoid chồi xuất phát từ các màng nội bào tế bào của cả tế bào mẹ và chồi. Quá trình phân chia tế bào của G. obscuriglobus thể hiện một số đặc điểm độc đáo chưa từng thấy ở tế bào của cả prokaryote hay eukaryote.
Từ khóa
#Gemmata obscuriglobus #kế hoạch tế bào #phân chia tế bào #nucleoid #màng tế bàoTài liệu tham khảo
Fuerst JA: The planctomycetes: emerging models for microbial ecology, evolution and cell biology. Microbiology. 1995, 141 (Pt 7): 1493-1506.
Fuerst JA: Intracellular compartmentation in planctomycetes. Annu Rev Microbiol. 2005, 59: 299-328. 10.1146/annurev.micro.59.030804.121258.
Brochier C, Philippe H: Phylogeny: a non-hyperthermophilic ancestor for bacteria. Nature. 2002, 417 (6886): 244-10.1038/417244a.
Wagner M, Horn M: The Planctomycetes, Verrucomicrobia, Chlamydiae and sister phyla comprise a superphylum with biotechnological and medical relevance. Curr Opin Biotechnol. 2006, 17 (3): 241-249. 10.1016/j.copbio.2006.05.005.
Lindsay MR, Webb RI, Strous M, Jetten MS, Butler MK, Forde RJ, Fuerst JA: Cell compartmentalisation in planctomycetes: novel types of structural organisation for the bacterial cell. Arch Microbiol. 2001, 175 (6): 413-429. 10.1007/s002030100280.
Lindsay MR, Webb RI, Fuerst JA: Pirellulosomes: A new type of membrane-bounded cell compartment in planctomycete bacteria of the genus Pirellula. Microbiology (UK). 1997, 143: 739-748.
England JC, Gober JW: Cell cycle control of cell morphogenesis in Caulobacter. Curr Opin Microbiol. 2001, 4 (6): 674-680. 10.1016/S1369-5274(01)00268-5.
Judd EM, Ryan KR, Moerner WE, Shapiro L, McAdams HH: Fluorescence bleaching reveals asymmetric compartment formation prior to cell division in Caulobacter. Proc Natl Acad Sci USA. 2003, 100 (14): 8235-8240. 10.1073/pnas.1433105100.
Cooper S: Regulation of DNA synthesis in bacteria: Analysis of the Bates/Kleckner licensing/initiation-mass model for cell cycle control. Mol Microbiol. 2006, 62 (2): 303-307. 10.1111/j.1365-2958.2006.05342.x.
Prozorov AA: The bacterial cell cycle: DNA replication, nucleoid segregation, and cell division. Microbiology. 2005, 74 (4): 437-451. 10.1007/s11021-005-0077-9.
Angert ER: Alternatives to binary fission in bacteria. Nat Rev Microbiol. 2005, 3 (3): 214-224. 10.1038/nrmicro1096.
Winey M, O'Toole ET: The spindle cycle in budding yeast. Nat Cell Biol. 2001, 3 (1): E23-E27. 10.1038/35050663.
Strous M, Fuerst JA, Kramer EH, Logemann S, Muyzer G, Pas-Schoonen van de KT, Webb R, Kuenen JG, Jetten MS: Missing lithotroph identified as new planctomycete. Nature. 1999, 400 (6743): 446-449. 10.1038/22749.
Staley JT, Bouzek H, Jenkins C: Eukaryotic signature proteins of Prosthecobacter dejongeii and Gemmata sp. Wa-1 as revealed by in silico analysis. FEMS Microbiol Lett. 2005, 243 (1): 9-14. 10.1016/j.femsle.2004.11.034.
Glöckner FO, Kube M, Bauer M, Teeling H, Lombardot T, Ludwig W, Gade D, Beck A, Borzym K, Heitmann K, Rabus R, Schlesner H, Amann R, Reinhardt R: Complete genome sequence of the marine planctomycete Pirellula sp. strain 1. Proc Natl Acad Sci USA. 2003, 100 (14): 8298-8303. 10.1073/pnas.1431443100.
Zerfas PM, Kessel M, Quintero EJ, Weiner RM: Fine-structure evidence for cell membrane partitioning of the nucleoid and cytoplasm during bud formation in Hyphomonas species. J Bacteriol. 1997, 179 (1): 148-156.
Giovannoni SJ, Schabtach E, Castenholz RW: Isosphaera pallida, gen. and comb. nov., a gliding, budding eubacterium from hot springs. Arch Microbiol. 1987, 147 (3): 276-284. 10.1007/BF00463488.
Li Y, Youngren B, Sergueev K, Austin S: Segregation of the Escherichia coli chromosome terminus. Mol Microbiol. 2003, 50 (3): 825-834. 10.1046/j.1365-2958.2003.03746.x.
Winey M, Yarar D, Giddings TH, Mastronarde DN: Nuclear pore complex number and distribution throughout the Saccharomyces cerevisiae cell cycle by three-dimensional reconstruction from electron micrographs of nuclear envelopes. Mol Biol Cell. 1997, 8 (11): 2119-2132.
Margalit A, Vlcek S, Gruenbaum Y, Foisner R: Breaking and making of the nuclear envelope. J Cell Biochem. 2005, 95 (3): 454-465. 10.1002/jcb.20433.
Ribeiro KC, Mariante RM, Coutinho LL, Benchimol M: Nucleus behavior during the closed mitosis of Tritrichomonas foetus. Biol Cell. 2002, 94 (4–5): 289-301. 10.1016/S0248-4900(02)01206-6.
Anderson DJ, Hetzer MW: Nuclear envelope formation by chromatin-mediated reorganization of the endoplasmic reticulum. Nat Cell Biol. 2007, 9 (10): 1160-1166. 10.1038/ncb1636.
Heun P, Laroche T, Raghuraman MK, Gasser SM: The positioning and dynamics of origins of replication in the budding yeast nucleus. J Cell Biol. 2001, 152 (2): 385-400. 10.1083/jcb.152.2.385.
Butler MK, Wang J, Webb RI, Fuerst JA: Molecular and ultrastructural confirmation of classification of ATCC 35122 as a strain of Pirellula staleyi. Int J Syst Evol Microbiol. 2002, 52 (Pt 5): 1663-1667. 10.1099/ijs.0.02167-0.
Tekniepe BL, Schmidt JM, Starr MP: Life cycle of a budding and appendaged bacterium belonging to morphotype IV of the Blastocaulis-Planctomyces group. Curr Microbiol. 1981, 5 (1): 1-6. 10.1007/BF01566588.
Moore RL, Hirsch P: Nuclear apparatus of Hyphomicrobium. J Bacteriol. 1973, 116 (3): 1447-1455.
Griffiths E, Gupta RS: Phylogeny and shared conserved inserts in proteins provide evidence that Verrucomicrobia are the closest known free-living relatives of chlamydiae. Microbiology. 2007, 153 (Pt 8): 2648-2654. 10.1099/mic.0.2007/009118-0.
Pilhofer M, Rappl K, Eckl C, Bauer AP, Ludwig W, Schleifer KH, Petroni G: Characterization and evolution of cell division and cell wall synthesis genes in the bacterial phyla Verrucomicrobia, Lentisphaerae, Chlamydiae, and Planctomycetes and phylogenetic comparison with rRNA genes. J Bacteriol. 2008, 190 (9): 3192-3202. 10.1128/JB.01797-07.
Abdelrahman YM, Belland RJ: The chlamydial developmental cycle. FEMS Microbiol Rev. 2005, 29 (5): 949-959. 10.1016/j.femsre.2005.03.002.
Schlesner H: The development of media suitable for the microorganisms morphologically resembling Planctomyces spp, Pirellula spp, and other Planctomycetales from various aquatic habitats using dilute media. System Appl Microbiol. 1994, 17 (1): 135-145.