Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Tác động của sự gắn kết cục bộ của các enzyme chống oxy hóa cation hóa lên viêm đại tràng thí nghiệm ở chuột
Tóm tắt
Mục đích. Nghiên cứu khả năng điều trị tại chỗ viêm đại tràng bằng các enzyme chống oxy hóa gắn kết catalase và superoxide dismutase (SOD).
Phương pháp. Điện tích bề mặt của các enzyme được thay đổi từ âm sang dương nhằm tạo điều kiện cho chúng bám dính vào biểu mô đại tràng. Tác động của việc sử dụng tại chỗ này được đánh giá ở đại tràng chuột bị viêm. Mức độ viêm (viêm đại tràng) được đánh giá bằng cách đo hoạt tính myeloperoxidase (MPO) trong mô đại tràng, lượng yếu tố hoại tử khối u alpha (TNFα) và nồng độ glutathione khử (GSH). Các phép đo được thực hiện theo hai loại giao thức: phòng ngừa (trước khi gây viêm đại tràng) và điều trị (sau khi gây viêm đại tràng). Ngoài ra, hiệu quả điều trị với các enzyme cation hóa được so sánh với axit 5-aminosalicylic (5-ASA) và betamethasone với các con đường sử dụng tương tự.
Kết quả. Hai enzyme chống oxy hóa cation hóa được chứng minh là hiệu quả trong cả việc phòng ngừa và điều trị viêm đại tràng thí nghiệm. Hai enzyme cation hóa đã gây giảm có ý nghĩa hoạt tính MPO. Một sự giảm nồng độ TNFα chỉ được ghi nhận sau giao thức điều trị. Không có mối tương quan nào được tìm thấy giữa mức độ viêm và nồng độ GSH trong mô. Trong hầu hết các trường hợp, các enzyme cation hóa hiệu quả hơn 5-ASA và betamethasone.
Kết luận. Catalase cation hóa và SOD cation hóa có tiềm năng là công cụ điều trị hiệu quả trong điều trị tại chỗ viêm đại tràng.
Từ khóa
#viêm đại tràng #enzyme chống oxy hóa #catalase #superoxide dismutase #điều trị tại chỗTài liệu tham khảo
M. B. Grisham and D. N. Granger. Neutrophil-mediated mucosal injury. Role of reactive oxygen metabolites. Dig. Dis. Sci. 33:6s–15s (1988).
C. F. Babbs. Oxygen radicals in ulcerative colitis. Free Radic. Biol. Med. 13:169–181 (1992).
A. Keshavarzian, J. Haydek, R. Zabihi, M. Doria, M. D'Astice, and J. R. Sorenson. Agents capable of eliminating reactive oxygen species. Catalase, WR-2721, or Cu(II)2(3,5-DIPS)4 decrease experimental colitis. Dig. Dis. Sci. 37:1866–1873 (1992).
J. Emerit, S. Pelletier, J. Likforman, C. Pasquier, and A. Thuillier. Phase II trial of copper zinc superoxide dismutase (CuZnSOD) in the treatment of Crohn's disease. Free Radic. Res. Commun. 2:563–569 (1991).
R. Kohen and R. Shalhoub. Prevention and induction of oxidative damage in E. coli cells by cationized proteins. Free Rad. Biol. Med. 16:571–580 (1994).
J. Schalkwijk, W. B. Van den Berg, L. B. Van de Putte, L. A. Joosten, and L. Van den Bersselaar. Cationization of catalase, peroxidase, and superoxide dismutase. Effect of improved intraarticular retention on experimental arthritis in mice. J. Clin. Invest. 76:198–205 (1985).
R. Kohen, A. Kakunda, and A. Rubinstein. The role of cationized catalase and cationized glucose oxidase in mucosal oxidative damage induced in the rat jejunum. J. Biol. Chem. 267:21349–21354 (1992).
A. Rubinstein, A. Kakunda, and R. Kohen. Protection of the rat jejunal mucosa against oxidative injury by cationized superoxide dismutase. J. Pharm. Sci. 82:1285–1287 (1993).
H. Aebi. Catalase in vitro. Methods Enzymol. 105:121–126 (1984).
J. M. McCord and I. Fridovich. Superoxide dismutase. An enzymatic function for erythrocuprein. J. Biol. Chem. 244:6049–6055 (1969).
J. L. Wallace, T. Le, L. Carter, C. B. Appleyard, and P. L. Beck. Hapten-induced chronic colitis in the rat: Alternatives to trinitrobenzene sulfonic acid. J. Pharmacol. Toxicol. Methods 33:237–239 (1995).
M. B. Grisham, J. N. Benoit, and D. N. Granger. Assessment of leukocyte involvement during ischemia and reperfusion of intestine. Methods Enzymol. 186:729–733 (1986).
R. Paroni, E. De Vecchi, G. Cighetti, C. Arcelloni, I. Fermo, A. Grossi, and P. Bonini. HPLC with o-phthalaldehyde precolumn derivatization to measure total, oxidized, and protein-bound glutathione in blood, plasma, and tissue. Clin. Chem. 41:448–454 (1995).
M. M. Bradford. A refined and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72:248–254 (1976).
J. H. Zar (ed.). Biostatistical Analysis, (2nd Ed.), Prentice-Hall, Englewood Cliffs, NJ, 1984.
M. L. Harris, H. J. Schiller, P. M. Reilly, M. Donowits, M. B. Grisham, and G. B. Bulkley. Free radicals and other reactive oxygen metabolites in inflammatory bowel disease: Cause, consequence or epiphenomenon? Pharmacol. Ther. 53:375–408 (1992).
M. B. Grisham. Oxidants and free radicals in inflammatory bowel disease. Lancet 344:859–861 (1994).
G. D. Buffinton and W. F. Doe. Depleted mucosal antioxidant defences in inflammatory bowel disease. Free Radic Biol. Med. 19:911–918 (1995).
S. Blau, R. Kohen, P. Bass, and A. Rubinstein. Changes in total low molecular weight antioxidant profiles at different severities of colonic mucosa inflammation in the dinitrobenzen sulfonic acid induced rat model. Dig. Dis. Sci. In press.
F. N. Koksoy, H. Kose, G. R. Soybir, O. Yalcin, and B. Cokneseli. The prophylactic effects of superoxide dismutase, catalase, desferrioxamine, verapamil and disulfiram in experimental colitis. J. R. Coll. Surg. Edinb. 42:27–30 (1997).
J. Galvez, T. Cruz, E. Crespo, M. A. Ocete, M. D. Lorente, F. Sanchez de Medina, and A. Zarzuelo. Rutoside as mucosal protective in acetic acid-induced rat colitis. Planta Med. 63:409–414 (1997).
T. Cruz, J. Galvez, M. A. Ocete, M. E. Crespo, L. H. F. Sanchez de Medina, and A. Zarzuelo. Oral administration of rutoside can ameliorate inflammatory bowel disease in rats. Life Sci. 62:687–695 (1998).
T. Yoshikawa, T. Yamaguchi, N. Yoshida, H. Yamamoto, S. Kitazumi, S. Takahashi, Y. Naito, and M. Kondo. Effect of Z-103 on TNB-induced colitis in rats. Digestion 58:464–468 (1997).
W. M. Barbour and D. Hopwood. Uptake of cationized ferritin by colonic epithelium. J. Pathol. 139:167–178 (1983).
R. Nagashima. Mechanisms of action of sucralfate. J. Clin. Gastroenterol. 3:117–127 (1981).
J. V. Hawkins, E. L. Emmel, J. J. Feuer, M. A. Nedelman, C. J. Harvey, H. J. Klein, H. Rozmiarek, A. R. Kennedy, G. R. Lichtenstein, and P. C. Billings. Protease activity in a hapten-induced model of ulcerative colitis in rats. Dig. Dis. Sci. 42:1969–1980 (1997).
H. Takizawa, N. Shintani, M. Natsui, T. Sasakawa, H. Nakakubo, T. Nakajima, and H. Asakura. Activated immunocompetent cells in rat colitis mucosa induced by dextran sulfate sodium and not complete but partial suppression of colitis by FK506. Digestion 56:259–264 (1995).
H. M. van Dullemen, S. J. van Deventer, D. W. Hommes, H. A. Bijl, J. Jansen, G. N. Tytgat, and J. Woody. Treatment of Crohn's disease with anti-tumor necrosis factor chimeric monoclonal antibody (cA2). Gastroenterology 109:129–135 (1995).
J. M. Reimund, A. C. Allison, C. D. Muller, S. Dumont, J. S. Kenney, R. Baumann, B. Duclos, and P. Poindron. Antioxidants inhibit the in vitro production of inflammatory cytokines in Crohn's disease and ulcerative colitis. Eur. J. Clin. Invest. 28:145–150 (1998).
F. Sanchez de Medina, J. Galvez, J. A. Romero, and A. Zarzuelo. Effect of quercitrin on acute and chronic experimental colitis in the rat. J. Pharmacol. Exp. Ther. 278:771–779 (1996).
R. N. Fedorak, L. R. Empey, C. MacArthur, and L. D. Jewell. Misoprostol provides a colonic mucosal protective effect during acetic acid-induced colitis in rats. Gastroenterology 98:615–625 (1990).
K. J. Torsher, L. R. Empey, and R. N. Fedorak. Misoprostol therapy following trinitrobenzene sulfonic acid-induced colitis accelerates healing. Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids 45: 275–281 (1992).