Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Tách chọn lọc các vesicles ngoại bào từ huyết tương người được xử lý tối thiểu như một chiến lược chuyển giao cho các sinh thiết lỏng
Tóm tắt
Giao tiếp giữa các tế bào được trung gian bởi các vesicles ngoại bào (EVs), vì chúng chứa các phân tử sinh học được đóng gói chọn lọc có thể được chuyển giao từ tế bào hiến tặng sang tế bào nhận. Vì tất cả các tế bào liên tục tạo ra và tái chế EVs, chúng cung cấp những bức ảnh chính xác về tình trạng sinh lý bệnh lý của từng cá thể. Do huyết tương máu tuần hoàn qua toàn bộ cơ thể, nó thường là dịch sinh học được chọn để phát hiện các dấu ấn sinh học trong EVs. Việc thu thập máu dễ dàng và xâm lấn tối thiểu, tuy nhiên, các quy trình có thể lặp lại để thu được mẫu EV tinh khiết từ các dịch sinh học tuần hoàn vẫn còn thiếu. Ở đây, chúng tôi đã giải quyết các khía cạnh trung tâm của việc cách ly EV bằng tính miễn dịch từ các ma trận đơn giản và phức tạp, chẳng hạn như huyết tương. Các mô hình EV được sinh ra từ tế bào đã được cách ly và tinh chế bằng phương pháp sắc ký loại trừ kích thước, nhuộm bằng thuốc nhuộm tế bào và được đặc trưng bằng vi lưu lượng kế nano. Các EV spike-in được gắn fluorescein xuất hiện như các chỉ số đáng tin cậy, có khả năng thông lượng cao và dễ đo lường, được sử dụng để tối ưu hóa chiến lược tách chọn lọc EV và đánh giá hiệu suất của nó. Các EV thu được từ huyết tương đã được thu giữ và phát hiện bằng cách sử dụng quy trình đơn giản này, kết hợp tuần tự việc cách ly và nhuộm các dấu ấn bề mặt đặc trưng, chẳng hạn như CD9 hoặc CD41. Dữ liệu phát hiện bản sao số đa chiều đã được tạo ra bằng cách sử dụng nền tảng Nanostring nCounter và được đánh giá thông qua một ống pipet phân tích sinh học dành riêng. Các hạt có kháng thể gắn kết covalent trên bề mặt của chúng đã vượt trội hơn các hạt gắn streptavidin, được phủ bằng các kháng thể biotin hóa, trong việc tách miễn dịch EV. Việc phục hồi EV spike phát quang đã chứng minh rằng các phân nhóm EV mục tiêu có thể được thu hồi hiệu quả từ huyết tương, và rằng sự làm giàu của chúng phụ thuộc không chỉ vào thành phần ma trận phức tạp, mà còn vào kiểu hình bề mặt của EV. Cuối cùng, các thí nghiệm phân tích mRNA chứng minh rằng các phân nhóm EV khác nhau có thể được thu giữ bằng cách nhắm mục tiêu trực tiếp đến các dấu ấn bề mặt khác nhau. Hơn nữa, các EV được tách ra bằng viên chống CD61 bao hàm các mô hình biểu hiện mRNA có thể liên quan đến ung thư phổi giai đoạn đầu, trái ngược với các EV được thu giữ thông qua CD9, CD63 hoặc CD81. Giá trị lâm sàng phân biệt được chứa đựng trong mỗi phân nhóm EV riêng biệt nhấn mạnh những lợi ích của việc tách chọn lọc. Quy trình tách EV này đã tạo điều kiện thuận lợi cho việc chiết xuất thông tin hữu ích về lâm sàng từ huyết tương. Tương thích với các phân tích hạ nguồn phổ biến, nó là một công cụ nghiên cứu dễ triển khai, được thiết kế để cung cấp một giải pháp thực sự có thể chuyển giao trong các quy trình lâm sàng hàng ngày, thúc đẩy việc bao gồm các EV trong các thiết lập sinh thiết lỏng mới.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Lobb RJ, Becker M, Wen Wen S, Wong CSF, Wiegmans AP, Leimgruber A, et al. Optimized exosome isolation protocol for cell culture supernatant and human plasma. J Extracell Vesicles. 2015;4(1):27031.
Van Deun J, Mestdagh P, Sormunen R, Cocquyt V, Vermaelen K, Vandesompele J, et al. The impact of disparate isolation methods for extracellular vesicles on downstream RNA profiling. J Extracell Vesicles. 2014;3(1):24858.
Mol EA, Goumans MJ, Doevendans PA, Sluijter JPG, Vader P. Higher functionality of extracellular vesicles isolated using size-exclusion chromatography compared to ultracentrifugation. Nanomed Nanotechnol Biol Med. 2017;13(6):2061–5.
Vergauwen G, Dhondt B, Van Deun J, De Smedt E, Berx G, Timmerman E, et al. Confounding factors of ultrafiltration and protein analysis in extracellular vesicle research. Sci Rep. 2017;7(1):2704.
Johnsen KB, Gudbergsson JM, Andresen TL, Simonsen JB. What is the blood concentration of extracellular vesicles? Implications for the use of extracellular vesicles as blood-borne biomarkers of cancer. Biochim Biophys Acta BBA Rev Cancer. 2019;1871(1):109–16.
Kırbaş OK, Bozkurt BT, Asutay AB, Mat B, Ozdemir B, Öztürkoğlu D, et al. Optimized isolation of extracellular vesicles from various organic sources using aqueous two-phase system. Sci Rep. 2019;9(1):19159.
Koster HJ, Rojalin T, Powell A, Pham D, Mizenko RR, Birkeland AC, et al. Surface enhanced Raman scattering of extracellular vesicles for cancer diagnostics despite isolation dependent lipoprotein contamination. Nanoscale. 2021;13(35):14760–76.
Maia J, Batista S, Couto N, Gregório AC, Bodo C, Elzanowska J, et al. Employing flow cytometry to extracellular vesicles sample microvolume analysis and quality control. Front Cell Dev Biol. 2020;8:1165.
Tian Y, Gong M, Hu Y, Liu H, Zhang W, Zhang M, et al. Quality and efficiency assessment of six extracellular vesicle isolation methods by nano-flow cytometry. J Extracell Vesicles. 2020;9(1):1697028.
Takov K, Yellon DM, Davidson SM. Comparison of small extracellular vesicles isolated from plasma by ultracentrifugation or size-exclusion chromatography: yield, purity and functional potential. J Extracell Vesicles. 2019;8(1):1560809.
McNamara RP, Caro-Vegas CP, Costantini LM, Landis JT, Griffith JD, Damania BA, et al. Large-scale, cross-flow based isolation of highly pure and endocytosis-competent extracellular vesicles. J Extracell Vesicles. 2018;7(1):1541396.
Théry C, Amigorena S, Raposo G, Clayton A. Isolation and characterization of exosomes from cell culture supernatants and biological fluids. Curr Protoc Cell Biol. 2006;30(1):3.22.1–3.22.29.
Böing AN, van der Pol E, Grootemaat AE, Coumans FAW, Sturk A, Nieuwland R. Single-step isolation of extracellular vesicles by size-exclusion chromatography. J Extracell Vesicles. 2014;3(1):23430.
Wiklander OPB, Bostancioglu RB, Welsh JA, Zickler AM, Murke F, Corso G, et al. Systematic methodological evaluation of a multiplex bead-based flow cytometry assay for detection of extracellular vesicle surface signatures. Front Immunol. 2018;9:1326.
Fortunato D, Mladenović D, Criscuoli M, Loria F, Veiman KL, Zocco D, et al. Opportunities and pitfalls of fluorescent labeling methodologies for extracellular vesicle profiling on high-resolution single-particle platforms. Int J Mol Sci. 2021;22(19):10510.
Anderson NL, Polanski M, Pieper R, Gatlin T, Tirumalai RS, Conrads TP, et al. The human plasma proteome: a nonredundant list developed by combination of four separate sources. Mol Cell Proteomics MCP. 2004 Apr;3(4):311–26.
Anderson NL, Anderson NG. The human plasma proteome: history, character, and diagnostic prospects *. Mol Cell Proteomics. 2002;1(11):845–67.
Muller L, Hong CS, Stolz DB, Watkins SC, Whiteside TL. Isolation of biologically-active exosomes from human plasma. J Immunol Methods. 2014;411:55–65.
Simonsen JB. What are we looking at? Extracellular vesicles, lipoproteins, or both? Circ Res. 2017;121(8):920–2.
Zhang X, Borg EGF, Liaci AM, Vos HR, Stoorvogel W. A novel three step protocol to isolate extracellular vesicles from plasma or cell culture medium with both high yield and purity. J Extracell Vesicles. 2020;9(1):1791450.
Karimi N, Cvjetkovic A, Jang SC, Crescitelli R, Hosseinpour Feizi MA, Nieuwland R, et al. Detailed analysis of the plasma extracellular vesicle proteome after separation from lipoproteins. Cell Mol Life Sci. 2018;75(15):2873–86.
Peinado H, Alečković M, Lavotshkin S, Matei I, Costa-Silva B, Moreno-Bueno G, et al. Melanoma exosomes educate bone marrow progenitor cells toward a pro-metastatic phenotype through MET. Nat Med. 2012;18(6):883–91.
Hoshino A, Costa-Silva B, Shen TL, Rodrigues G, Hashimoto A, Tesic Mark M, et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis. Nature. 2015;527(7578):329–35.
Han Y, Ren J, Bai Y, Pei X, Han Y. Exosomes from hypoxia-treated human adipose-derived mesenchymal stem cells enhance angiogenesis through VEGF/VEGF-R. Int J Biochem Cell Biol. 2019;109:59–68.
Chen G, Huang AC, Zhang W, Zhang G, Wu M, Xu W, et al. Exosomal PD-L1 contributes to immunosuppression and is associated with anti-PD-1 response. Nature. 2018;560(7718):382–6.
Pucci F, Garris C, Lai CP, Newton A, Pfirschke C, Engblom C, et al. SCS macrophages suppress melanoma by restricting tumor-derived vesicle-B cell interactions. Science. 2016;352(6282):242–6.
Poggio M, Hu T, Pai CC, Chu B, Belair CD, Chang A, et al. Suppression of Exosomal PD-L1 induces systemic anti-tumor immunity and memory. Cell. 2019;177(2):414–427.e13.
Sheehan C. D’Souza-Schorey C. tumor-derived extracellular vesicles: molecular parcels that enable regulation of the immune response in cancer. J Cell Sci. 2019;132(20):jcs235085.
Takahashi A, Okada R, Nagao K, Kawamata Y, Hanyu A, Yoshimoto S, et al. Exosomes maintain cellular homeostasis by excreting harmful DNA from cells. Nat Commun. 2017;8(1):15287.
Capello M, Vykoukal JV, Katayama H, Bantis LE, Wang H, Kundnani DL, et al. Exosomes harbor B cell targets in pancreatic adenocarcinoma and exert decoy function against complement-mediated cytotoxicity. Nat Commun. 2019;10(1):254.
Zomer A, Maynard C, Verweij FJ, Kamermans A, Schäfer R, Beerling E, et al. In vivo imaging reveals extracellular vesicle-mediated Phenocopying of metastatic behavior. Cell. 2015;161(5):1046–57.
Skog J, Würdinger T, van Rijn S, Meijer DH, Gainche L, Curry WT, et al. Glioblastoma microvesicles transport RNA and proteins that promote tumour growth and provide diagnostic biomarkers. Nat Cell Biol. 2008;10(12):1470–6.
Brock G, Castellanos-Rizaldos E, Hu L, Coticchia C, Skog J. Liquid biopsy for cancer screening, patient stratification and monitoring. Transl Cancer Res [Internet]. 2015;4(3) Available from: https://tcr.amegroups.com/article/view/4546. Cited 2021 Nov 11.
Heitzer E, Perakis S, Geigl JB, Speicher MR. The potential of liquid biopsies for the early detection of cancer. Npj Precis Oncol. 2017;1(1):1–9.
Bracht JWP, Mayo-de-las-Casas C, Berenguer J, Karachaliou N, Rosell R. The present and future of liquid biopsies in non-small cell lung cancer: combining four biosources for diagnosis, prognosis, prediction, and disease monitoring. Curr Oncol Rep. 2018;20(9):70.
Zhang H, Freitas D, Kim HS, Fabijanic K, Li Z, Chen H, et al. Identification of distinct nanoparticles and subsets of extracellular vesicles by asymmetric flow field-flow fractionation. Nat Cell Biol. 2018 Mar;20(3):332–43.
Johansson SM, Admyre C, Scheynius A, Gabrielsson S. Different types of in vitro generated human monocyte-derived dendritic cells release exosomes with distinct phenotypes. Immunology. 2008;123(4):491–9.
Willms E, Johansson HJ, Mäger I, Lee Y, Blomberg KEM, Sadik M, et al. Cells release subpopulations of exosomes with distinct molecular and biological properties. Sci Rep. 2016;6(1):22519.
Bobrie A, Colombo M, Krumeich S, Raposo G, Théry C. Diverse subpopulations of vesicles secreted by different intracellular mechanisms are present in exosome preparations obtained by differential ultracentrifugation. J Extracell Vesicles. 2012;1(1):18397.
Kowal J, Arras G, Colombo M, Jouve M, Morath JP, Primdal-Bengtson B, et al. Proteomic comparison defines novel markers to characterize heterogeneous populations of extracellular vesicle subtypes. Proc Natl Acad Sci. 2016;113(8):E968–77.
Willms E, Cabañas C, Mäger I, Wood MJA, Vader P. Extracellular vesicle heterogeneity: subpopulations, isolation techniques, and diverse functions in cancer progression. Front Immunol. 2018;9:738.
Bastos-Amador P, Royo F, Gonzalez E, Conde-Vancells J, Palomo-Diez L, Borras FE, et al. Proteomic analysis of microvesicles from plasma of healthy donors reveals high individual variability. J Proteome. 2012;75(12):3574–84.
Kanwar SS, Dunlay CJ, Simeone DM, Nagrath S. Microfluidic device (ExoChip) for on-chip isolation, quantification and characterization of circulating exosomes. Lab Chip. 2014;14(11):1891–900.
Im H, Shao H, Park YI, Peterson VM, Castro CM, Weissleder R, et al. Label-free detection and molecular profiling of exosomes with a nano-plasmonic sensor. Nat Biotechnol. 2014;32(5):490–5.
Jørgensen M, Bæk R, Pedersen S, Søndergaard EKL, Kristensen SR, Varming K. Extracellular vesicle (EV) Array: microarray capturing of exosomes and other extracellular vesicles for multiplexed phenotyping. J Extracell Vesicles. 2013;2(1):20920.
Jakobsen KR, Paulsen BS, Bæk R, Varming K, Sorensen BS, Jørgensen MM. Exosomal proteins as potential diagnostic markers in advanced non-small cell lung carcinoma. J Extracell Vesicles. 2015;4(1):26659.
Zhao Z, Yang Y, Zeng Y, He M. A microfluidic ExoSearch chip for multiplexed exosome detection towards blood-based ovarian cancer diagnosis. Lab Chip. 2016;16(3):489–96.
Clayton A, Court J, Navabi H, Adams M, Mason MD, Hobot JA, et al. Analysis of antigen presenting cell derived exosomes, based on immuno-magnetic isolation and flow cytometry. J Immunol Methods. 2001;247(1–2):163–74.
Yoshioka Y, Kosaka N, Konishi Y, Ohta H, Okamoto H, Sonoda H, et al. Ultra-sensitive liquid biopsy of circulating extracellular vesicles using ExoScreen. Nat Commun. 2014;5(1):3591.
Tauro BJ, Greening DW, Mathias RA, Mathivanan S, Ji H, Simpson RJ. Two distinct populations of exosomes are released from LIM1863 Colon carcinoma cell-derived organoids*. Mol Cell Proteomics. 2013;12(3):587–98.
Chen S, Shiesh SC, Lee GB, Chen C. Two-step magnetic bead-based (2MBB) techniques for immunocapture of extracellular vesicles and quantification of microRNAs for cardiovascular diseases: a pilot study. Plos One. 2020;15(2):e0229610.
Park J, Park JS, Huang CH, Jo A, Cook K, Wang R, et al. An integrated magneto-electrochemical device for the rapid profiling of tumour extracellular vesicles from blood plasma. Nat Biomed Eng. 2021;5(7):678–89.
Wang S, Zhang L, Wan S, Cansiz S, Cui C, Liu Y, et al. Aptasensor with expanded nucleotide using DNA Nanotetrahedra for electrochemical detection of cancerous exosomes. ACS Nano. 2017;11(4):3943–9.
Wang YM, Liu JW, Adkins GB, Shen W, Trinh MP, Duan LY, et al. Enhancement of the intrinsic peroxidase-like activity of graphitic carbon nitride Nanosheets by ssDNAs and its application for detection of exosomes. Anal Chem. 2017;89(22):12327–33.
Bijnsdorp IV, Maxouri O, Kardar A, Schelfhorst T, Piersma SR, Pham TV, et al. Feasibility of urinary extracellular vesicle proteome profiling using a robust and simple, clinically applicable isolation method. J Extracell Vesicles. 2017;6(1):1313091.
Miltenyi S, Müller W, Weichel W, Radbruch A. High gradient magnetic cell separation with MACS. Cytometry. 1990;11(2):231–8.
Puertas S, Moros M, Fernández-Pacheco R, Ibarra MR, Grazú V, de la Fuente JM. Designing novel nano-immunoassays: antibody orientation versus sensitivity. J Phys D Appl Phys. 2010;43(47):474012.
Buzás EI, Tóth EÁ, Sódar BW, Szabó-Taylor KÉ. Molecular interactions at the surface of extracellular vesicles. Semin Immunopathol. 2018;40(5):453–64.
Ramirez MI, Amorim MG, Gadelha C, Milic I, Welsh JA, Freitas VM, et al. Technical challenges of working with extracellular vesicles. Nanoscale. 2018;10(3):881–906.
Monopoli MP, Zendrini A, Wu D, Cheung S, Sampedro G, Ffrench B, et al. Endogenous exosome labelling with an amphiphilic NIR-fluorescent probe. Chem Commun. 2018;54(52):7219–22.
van der Pol E, van Gemert MJC, Sturk A, Nieuwland R, van Leeuwen TG. Single vs. swarm detection of microparticles and exosomes by flow cytometry. J Thromb Haemost JTH. 2012;10(5):919–30.
Libregts SFWM, Arkesteijn GJA, Németh A, Nolte-‘t Hoen ENM, Wauben MHM. Flow cytometric analysis of extracellular vesicle subsets in plasma: impact of swarm by particles of non-interest. J Thromb Haemost. 2018;16(7):1423–36.
Torres López M, Pérez Sayáns M, Chamorro Petronacci C, Barros Angueira F, Gándara Vila P, Lorenzo Pouso A, et al. Determination and diagnostic value of CA9 mRNA in peripheral blood of patients with oral leukoplakia. J Enzyme Inhib Med Chem. 2018;33(1):951–5.
McKiernan JM, Buttyan R, Bander NH, de la Taille A, Stifelman MD, Emanuel ER, et al. The detection of renal carcinoma cells in the peripheral blood with an enhanced reverse transcriptase–polymerase chain reaction assay for MN/CA9. Cancer. 1999;86(3):492–7.
Frangioni JV. In vivo near-infrared fluorescence imaging. Curr Opin Chem Biol. 2003;7(5):626–34.
Weissleder R. A clearer vision for in vivo imaging. Nat Biotechnol. 2001;19(4):316–7.
Smith AM, Mancini MC, Nie S. Second window for in vivo imaging. Nat Nanotechnol. 2009;4(11):710–1.
Jennings LK, Phillips DR. Purification of glycoproteins IIb and III from human platelet plasma membranes and characterization of a calcium-dependent glycoprotein IIb-III complex. J Biol Chem. 1982;257(17):10458–66.
Phillips D, Charo I, Parise L, Fitzgerald L. The platelet membrane glycoprotein IIb-IIIa complex. Blood. 1988;71(4):831–43.
Millar HR, Simpson JG, Stalker AL. An evaluation of the heat precipitation method for plasma fibrinogen estimation. J Clin Pathol. 1971;24(9):827–30.
Houssein I, Wilcox H, Barron J. Effect of heat treatment on results for biochemical analysis of plasma and serum. Clin Chem. 1985;31(12):2028–30.
Weisel JW, Nagaswami C, Vilaire G, Bennett JS. Examination of the platelet membrane glycoprotein IIb-IIIa complex and its interaction with fibrinogen and other ligands by electron microscopy. J Biol Chem. 1992;267(23):16637–43.
Best MG, Wesseling P, Wurdinger T. Tumor-educated platelets as a noninvasive biomarker source for Cancer detection and progression monitoring. Cancer Res. 2018;78(13):3407–12.
Antunes-Ferreira M, Koppers-Lalic D, Würdinger T. Circulating platelets as liquid biopsy sources for cancer detection. Mol Oncol. 2021;15(6):1727–43.
Lazar S, Goldfinger LE. Platelets and extracellular vesicles and their cross talk with cancer. Blood. 2021;137(23):3192–200.
Nazari M, Javandoost E, Talebi M, Movassaghpour A, Soleimani M. Platelet microparticle controversial role in cancer. Adv Pharm Bull. 2021;11(1):39–55.
Ignatiadis M, Sledge GW, Jeffrey SS. Liquid biopsy enters the clinic — implementation issues and future challenges. Nat Rev Clin Oncol. 2021;18(5):297–312.
Mitchell MI, Ben-Dov IZ, Liu C, Ye K, Chow K, Kramer Y, et al. Extracellular vesicle capture by AnTibody of CHoice and enzymatic release (EV-CATCHER): a customizable purification assay designed for small-RNA biomarker identification and evaluation of circulating small-EVs. J Extracell Vesicles. 2021;10(8):e12110.
Fuentes P, Sesé M, Guijarro PJ, Emperador M, Sánchez-Redondo S, Peinado H, et al. ITGB3-mediated uptake of small extracellular vesicles facilitates intercellular communication in breast cancer cells. Nat Commun. 2020;11(1):4261.
Tóth EÁ, Turiák L, Visnovitz T, Cserép C, Mázló A, Sódar BW, et al. Formation of a protein corona on the surface of extracellular vesicles in blood plasma. J Extracell Vesicles. 2021;10(11):e12140.
Palviainen M, Saraswat M, Varga Z, Kitka D, Neuvonen M, Puhka M, et al. Extracellular vesicles from human plasma and serum are carriers of extravesicular cargo—implications for biomarker discovery. Plos One. 2020;15(8):e0236439.
Skliar M, Chernyshev VS, Belnap DM, Sergey GV, Al-Hakami SM, Bernard PS, et al. Membrane proteins significantly restrict exosome mobility. Biochem Biophys Res Commun. 2018;501(4):1055–9.
Zhu C, Kong Z, Wang B, Cheng W, Wu A, Meng X. ITGB3/CD61: a hub modulator and target in the tumor microenvironment. Am J Transl Res. 2019;11(12):7195–208.