Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sàng lọc, biểu hiện và đặc trưng hóa các monooxygenase Baeyer-Villiger cho sản xuất axit 9-(nonanoyloxy)nonanoic từ axit oleic
Tóm tắt
Trong nghiên cứu này, quá trình sản xuất axit 9-(nonanoyloxy)nonanoic từ axit oleic đã được điều tra. Biotransformation toàn tế bào của axit oleic bao gồm các enzyme OhyA (hydratase), ADH (alcohol dehydrogenase) và BVMO (Baeyer-Villiger Monooxygenase) theo thứ tự. Các BVMO được biết đến với khả năng xúc tác phản ứng cắt oxi hóa các ketone aliphatic chuỗi dài (ví dụ: 2-decanone, axit 10-ketooctadecanoic). Tuy nhiên, các enzyme này thường khó được biểu hiện dưới dạng hòa tan trong các vi sinh vật. Do đó, nghiên cứu này đã tập trung vào việc sàng lọc và biểu hiện chức năng của các BVMO trong Escherichia coli. Ban đầu, các BVMO được chọn qua phân tích chuỗi protein và được kiểm tra về khả năng biểu hiện dưới dạng hòa tan và hoạt động để tạo ra axit 9-(nonanoyloxy)nonanoic từ axit oleic. Sau đó, các chiến lược tối ưu hóa khác nhau về nồng độ chất xúc tác, đồng biểu hiện với các chaperone phân tử và điều kiện môi trường khác nhau đã được điều tra. Trong số 9 BVMO được sàng lọc, ba BVMO đã được xác định sản xuất sản phẩm mục tiêu và trong số đó, Di_BVMO3 được tách ra từ Dietzia sp. D5 được cho là tốt nhất. Hơn nữa, biểu hiện hòa tan của Di_BVMO3 đã được nâng cao bằng cách thêm kinase phosphoglycerate như là một thẻ liên kết đầu N. Biotransformation toàn tế bào với enzyme liên kết này cho thấy sự tăng cường 3 ~ 5 lần trong việc hình thành sản phẩm so với đối tác không liên kết. Năng suất cuối cùng đạt đến 105.3 mg/L. Ngoài Di-BVMO3, hai BVMO mới khác là Rh_BVMO4 từ Rhodococcus sp. RHA1 và AFL838 từ Aspergillus flavus NRRL3357 cũng được sàng lọc để sản xuất axit 9-(nonanoyloxy)nonanoic và có thể sử dụng cho phản ứng biotransformation toàn tế bào của các ketone chuỗi dài khác.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Renz, M. and B. Meunier (1999) 100 years of Baeyer–Villiger oxidations. Europ. J. Organic Chem. 1999: 737–750.
ten Brink, G. J., I. W. C. E. Arends, and R. A. Sheldon (2004) The Baeyer−Villiger reaction: New developments toward greener procedures. Chem. Rev. 104: 4105–4124.
Torres Pazmiño, D. E., H. M. Dudek, and M. W. Fraaije (2010) Baeyer–Villiger monooxygenases: Recent advances and future challenges. Curr. Opin. Chem. Biol. 14: 138–144.
Kamerbeek, N. M., D. B. Janssen, W. J. H. van Berkel, and M. W. Fraaije (2003) Baeyer–Villiger monooxygenases, an emerging family of flavin-dependent biocatalysts. Adv. Synth. Catal. 345: 667–678.
Oh, H. -J., S. -U. Kim, J. -W. Song, J. -H. Lee, W. -R. Kang, Y. -S. Jo, K. -R. Kim, U. T. Bornscheuer, D. -K. Oh, and J. -B. Park (2015) Biotransformation of linoleic acid into hydroxy fatty acids and carboxylic acids using a linoleate double bond hydratase as key enzyme. Adv. Synth. Catal. 357: 408–416.
Schörken, U. and P. Kempers (2009) Lipid biotechnology: Industrially relevant production processes. Europ. J. Lipid Sci. Technol. 111: 627–645.
Seo, J. -H., H. -H. Kim, E. -Y. Jeon, Y. -H. Song, C. -S. Shin, and J. -B. Park (2016) Engineering of Baeyer-Villiger monooxygenasebased Escherichia coli biocatalyst for large scale biotransformation of ricinoleic acid into (Z)-11-(heptanoyloxy)undec-9-enoic acid. Scientific Rep. 6: 28223.
Seo, J. H., S. M. Lee, J. Lee, and J. B. Park (2015) Adding value to plant oils and fatty acids: Biological transformation of fatty acids into omega-hydroxycarboxylic, alpha,omega-dicarboxylic, and omega-aminocarboxylic acids. J. Biotechnol. 216: 158–166.
Song, J. W., J. Lee, U. T. Bornscheuer, and J. B. Park (2014) Microbial synthesis of medium-chain α,ω-dicarboxylic acids and ω-aminocarboxylic acids from renewable long-chain fatty acids. Adv. Synth. Catal. 356: 1782–1788.
Koppireddi, S., J. -H. Seo, E. -Y. Jeon, P. S. Chowdhury, H. -Y. Jang, J. -B. Park, and Y. -U. Kwon (2016) Combined biocatalytic and chemical transformations of oleic acid to ω-hydroxynonanoic acid and α,ω-nonanedioic acid. Adv. Synth. Catal. 358: 3084–3092.
Jang, H. -Y., K. Singha, H. -H. Kim, Y. -U. Kwon, and J. -B. Park (2016) Chemo-enzymatic synthesis of 11-hydroxyundecanoic acid and 1,11-undecanedioic acid from ricinoleic acid. Green Chem. 18: 1089–1095.
Jeon, E. -Y., J. -H. Seo, W. -R. Kang, M. -J. Kim, J. -H. Lee, D. -K. Oh, and J. -B. Park (2016) Simultaneous enzyme/wholecell biotransformation of plant oils into C9 carboxylic acids. ACS Catal. 6: 7547–7553.
Song, J. -W., E. -Y. Jeon, D. -H. Song, H. -Y. Jang, U. T. Bornscheuer, D. -K. Oh, and J. -B. Park (2013) Multistep enzymatic synthesis of long-chain α,ω-dicarboxylic and ω-hydroxycarboxylic acids from renewable fatty acids and plant oils. Angewandte Chem. Internat. Ed. 52: 2534–2537.
Rehdorf, J., A. Kirschner, and U. T. Bornscheuer (2007) Cloning, expression and characterization of a Baeyer-Villiger monooxygenase from Pseudomonas putida KT2440. Biotechnol. Lett. 29: 1393–1398.
Kirschner, A., J. Altenbuchner, and U. T. Bornscheuer (2007) Cloning, expression, and characterization of a Baeyer–Villiger monooxygenase from Pseudomonas fluorescens DSM 50106 in E. coli. Appl. Microbiol. Biotechnol. 73: 1065–1072.
Baek, A. H., E. -Y. Jeon, S. -M. Lee, and J. -B. Park (2015) Expression levels of chaperones influence biotransformation activity of recombinant Escherichia coli expressing Micrococcus luteus alcohol dehydrogenase and Pseudomonas putida Baeyer–Villiger monooxygenase. Biotechnol. Bioeng. 112: 889–895.
Song, J. W., J. M. Woo, G. Y. Jung, U. T. Bornscheuer, and J. B. Park (2016) 3'-UTR engineering to improve soluble expression and fine-tuning of activity of cascade enzymes in Escherichia coli. Sci. Rep. 6: 29406.
Ferroni, F. M., M. S. Smit, and D. J. Opperman (2014) Functional divergence between closely related Baeyer-Villiger monooxygenases from Aspergillus flavus. J. Mol. Catal. B: Enz. 107: 47–54.
Riebel, A., H. M. Dudek, G. de Gonzalo, P. Stepniak, L. Rychlewski, and M. W. Fraaije (2012) Expanding the set of rhodococcal Baeyer–Villiger monooxygenases by high-throughput cloning, expression and substrate screening. Appl. Microbiol. Biotechnol. 95: 1479–1489.
Philo, J. S. and T. Arakawa (2009) Mechanisms of protein aggregation. Curr. Pharma. Biotechnol. 10: 348–351.
Morris, A. M., M. A. Watzky, and R. G. Finke (2009) Protein aggregation kinetics, mechanism, and curve-fitting: A review of the literature. Biochim. Biophys. Acta (BBA) - Proteins and Proteomics. 1794: 375–397.
Lebendiker, M. and T. Danieli (2014) Production of prone-toaggregate proteins. FEBS Lett. 588: 236–246.
Martínez-Alonso, M., E. García-Fruitós, N. Ferrer-Miralles, U. Rinas, and A. Villaverde (2010) Side effects of chaperone gene co-expression in recombinant protein production. Microbial. Cell Factories 9: 64.
Rehdorf, J., C. L. Zimmer, and U. T. Bornscheuer (2009) Cloning, expression, characterization, and biocatalytic investigation of the 4-hydroxyacetophenone monooxygenase from Pseudomonas putida JD1. Appl. Environ. Microbiol. 75: 3106–3114.
Riebel, A., G. de Gonzalo, and M. W. Fraaije (2013) Expanding the biocatalytic toolbox of flavoprotein monooxygenases from Rhodococcus jostii RHA1. J. Mol. Catal. B: Enz. 88: 20–25.
Song, J. -A., D. -S. Lee, J. -S. Park, K. -Y. Han, and J. Lee (2012) The N-domain of Escherichia coli phosphoglycerate kinase is a novel fusion partner to express aggregation-prone heterologous proteins. Biotechnol. Bioeng. 109: 325–335.
Iwaki, H., Y. Hasegawa, S. Wang, M. M. Kayser, and P. C. K. Lau (2002) Cloning and characterization of a gene cluster involved in cyclopentanol metabolism in comamonas sp. strain NCIMB 9872 and biotransformations effected by Escherichia coli-expressed cyclopentanone 1,2-Monooxygenase. Appl. Environ. Microbiol. 68: 5671–5684.
de Gonzalo, G., D. E. Torres Pazmiño, G. Ottolina, M. W. Fraaije, and G. Carrea (2006) 4-Hydroxyacetophenone monooxygenase from Pseudomonas fluorescens ACB as an oxidative biocatalyst in the synthesis of optically active sulfoxides. Tetrahedron: Asymm. 17: 130–135.
Bisagni, S., J. Smuś, G. Chávez, R. Hatti-Kaul, and G. Mamo (2014) Cloning and expression of a Baeyer–Villiger monooxygenase oxidizing linear aliphatic ketones from Dietzia sp. D5. J. Mol. Catal. B: Enzy. 109: 161–169.