Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Chuẩn bị và Đánh giá Da Nuôi Cấy Chuyển Gene Làm Hệ Thống Phát Thuốc Mới Cho Da Bị Bỏng Nặng
Tóm tắt
Mục tiêu của nghiên cứu này là chuẩn bị và đánh giá da nuôi cấy chuyển gene để thiết lập một miếng vá da bao gồm da nuôi cấy, như một hệ thống phát thuốc mới cho da bị bỏng nặng. DNA plasmid mang gen mã hóa protein huỳnh quang xanh (GFP) đã được sử dụng làm gen mô hình và được chuyển vào các mô đệm da nuôi cấy của chuột và người (CDMs) bằng cách sử dụng vector virus ngưng kết huyết của Nhật Bản (HVJ-E) để chuẩn bị CDM chuyển gene và đánh giá sự biểu hiện GFP trong CDM. Hai phương pháp chuyển gene đã được đánh giá. Trong phương pháp chuyển trước, gen đầu tiên được chuyển vào các tế bào nguyên bào sợi và sau đó CDM được chuẩn bị dựa vào các tế bào đã chuyển gene này. Trong phương pháp chuyển sau, gen được chuyển trực tiếp vào CDM. Sự biểu hiện GFP đã được quan sát thấy ở cả CDMs được chuyển trước và sau. Phương pháp chuyển sau cho thấy sự biểu hiện GFP cao hơn trong CDM so với chuyển trước, mặc dù không có sự khác biệt có ý nghĩa thống kê nào được quan sát. Độ sống sót của các CDMs đã chuyển này cũng đã được kiểm tra bằng phương pháp MTT. Một sự giảm nhẹ về độ sống sót đã được ghi nhận ở các CDMs đã chuyển này. Những phương pháp này có thể hữu ích trong việc chuẩn bị da nuôi cấy chuyển gene với mức độ tổn thương tế bào thấp. Việc chuyển gene vào da nuôi cấy có thể tạo ra một số miếng vá da giải phóng các peptide sinh học nội sinh mạnh mẽ.
Từ khóa
#phát thuốc #da nuôi cấy #chuyển gene #miếng vá da #protein huỳnh quang #peptide sinh họcTài liệu tham khảo
G. Orive, R. M. Hernandez, A. Rodriguez Gascon, A. Dominguez-Gil, and J. L. Pedraz. Drug delivery in biotechnology: present and future. Curr. Opin. Biotechnol. 14:659–664 (2003).
Y. Tabata. Present position and future expectations of regenerative medicine. Biotherapy 18:91–105 (2004).
N. E. O’Connor, J. G. Muliken, S. Banks-Schlegel, O. Kehinde, and H. Green. Grafting of burns with cultured epithelium prepared from autologous epidermal cells. Lancet 1:75–78 (1981).
G. G. Gallico, N. E. O’Connor, C. C. Compton, O. Kehinde, and H. Green. Permanent coverage of large burn wounds with autologous cultured human epithelium. N. Engl. J. Med. 311:448–451 (1984).
H. Carsin, P. Ainaud, H. Le Bever, J. Rives, A. Lakhel, J. Stephanazzi, F. Lambert, and J. Perrot. Cultured epithelial autografts in extensive burn coverage of severely traumatized patients: a five year single-center experience with 30 patients. Burns 26:379–387 (2000).
Y. M. Bello, A. F. Falabella, and W. H. Eaglstein. Tissue-engineered skin. Current status in wound healing. Am. J. Clin. Dermatol. 2:305–313 (2001).
R. G. Teepe, R. W. Kreis, E. J. Koebrugge, J. A. Kempenaar, A. F. Vloemans, R. P. Hermans, H. Boxma, J. Dokter, J. Hermans, and M. Ponec. The use of cultured autologous epidermis in the treatment of extensive burn wounds. J. Trauma 30:269–275 (1990).
K. Kawai, S. Suzuki, Y. Tabata, T. Taira, Y. Ikada, and Y. Nishimura. Development of an artificial dermis preparation capable of silver sulfadiazine release. J. Biomed. Mater. Res. 57:346–356 (2001).
Y. Kuroyanagi, E. Kim, and N. Shioya. Evaluation of a synthetic wound dressing capable of releasing silver sulfadiazine. J. Burn Care Rehabil. 12:106–115 (1991).
K. Matsuda, S. Suzuki, N. Isshiki, K. Yoshioka, R. Wada, S. H. Hyon, and Y. Ikada. Evaluation of a bilayer artificial skin capable of sustained release of an antibiotic. Biomaterials 13:119–122 (1992).
Y. S. Cho, J. W. Lee, J. S. Lee, J. H. Lee, T. R. Yoon, Y. Kuroyanagi, M. H. Park, and H. J. Kim. Hyaluronic acid and silver sulfadiazine-impregnated polyurethane foams for wound dressing application. J. Mat. Sci. Mat. Med. 13:861–865 (2002).
N. Hada, T. Hasegawa, H. Takahashi, T. Ishibashi, and K. Sugibayashi. Cultured skin loaded with tetracycline HCl and chloramphenicol as dermal delivery system: mathematical evaluation of the cultured skin containing antibiotics. J. Control Release 108:341–350 (2005).
J. Harder, J. Bartels, E. Christophers, and J. M. Schroder. A peptide antibiotic from human skin. Nature 387:861 (1997).
T. Hiratsuka, M. Nakazato, Y. Date, J. Ashitani, T. Minematsu, N. Chino, and S. Matsukura. Identification of human beta-defensin-2 in respiratory tract and plasma and its increase in bacterial pneumonia. Biochem. Biophys. Res. Commun. 249:943–947 (1998).
A. Y. Liu, D. Destoumieux, A. V. Wong, C. H. Park, E. V. Valore, L. Liu, and T. Ganz. Human beta-defensin-2 production in keratinocytes is regulated by interleukin-1, bacteria, and the state of differentiation. J. Invest. Dermatol. 118:275–281 (2002).
Y. Kaneda, T. Nakajima, T. Nishikawa, S. Yamamoto, H. Ikegami, N. Suzuki, H. Nakamura, R. Morishita, and H. Kotani. Hemagglutinating virus of Japan (HVJ) envelope vector as a versatile gene delivery system. Mol. Ther. 6:219–226 (2002).
Y. Kaneda. New vector innovation for drug delivery: development of fusigenic non-viral particles. Curr. Drug Targets 4:599–602 (2003).
E. Bell, B. Ivarsson, and C. Merrill. Production of a tissue-like structure by contraction of collagen lattices by human fibroblasts of different proliferative potential in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 76:1274–1278 (1979).
C. L. Cannon, P. J. Neal, J. A. Southee, J. Kubilus, and M. Klausner. New epidermal model for dermal irritancy testing. Toxicol. In Vitro 8:889–891 (1994).
M. Ono, Y. Sawa, Y. Miyamoto, N. Fukushima, H. Ichikawa, T. Ishizaka, Y. Kaneda, and H. Matsuda. The effect of gene transfer with hepatocyte growth factor for pulmonary vascular hypoplasia in neonatal porcine model. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 129:740–745 (2005).
Y. D. Kim, K. G. Park, R. Morishita, Y. Kaneda, S. Y. Kim, D. K. Song, H. S. Kim, C. W. Nam, H. C. Lee, K. U. Lee, J. Y. Park, B. W. Kim, J. G. Kim, and I. K. Lee. Liver-directed gene therapy of diabetic rats using an HVJ-E vector containing EBV plasmids expressing insulin and GLUT 2 transporter. Gene Ther. 13:216–224 (2006).
S. A. Eming, J. Lee, R. G. Snow, R. G. Tompkins, M. L. Yarmush, and J. R. Morgan. Genetically modified human epidermis overexpressing PDGF-A directs the development of a cellular and vascular connective tissue stroma when transplanted to athymic mice-implications for the use of genetically modified keratinocytes to modulate dermal regeneration. J. Invest. Dermatol. 105:756–763 (1995).
K. W. Liechty, M. Nesbit, M. Herlyn, A. Radu, N. S. Adzick, and T. M. Crombleholme. Adenoviral-mediated overexpression of platelet-derived growth factor-B corrects ischemic impaired wound healing. J. Invest. Dermatol. 113:375–383 (1999).
Y. Kaneda, S. Yamamoto, and T. Nakajima. Development of HVJ envelope vector and its application to gene therapy. Adv. Genet. 53:307–332 (2005).
D. M. Supp, S. M. Bell, J. R. Morgan, and S. T. Boyce. Genetic modification of cultured skin substitutes by transduction of human keratinocytes and fibroblasts with platelet-derived growth factor-A. Wound Repair Regen. 8:26–35 (2000).