Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phương pháp PCR đa mồi để phát hiện nhanh virus minute của chuột, virus parvovirus bò và virus herpes bò trong quá trình sản xuất dược phẩm sinh học từ tế bào nuôi cấy
Tóm tắt
Việc xác thực an toàn virus là điều thiết yếu để đảm bảo an toàn cho các sản phẩm dược phẩm sinh học sản xuất từ tế bào động vật có vú, do sự xuất hiện của nhiều virus không mong muốn trong quá trình sản xuất. Cụ thể, tế bào buồng trứng hamster Trung Quốc (CHO) rất nhạy cảm với virus minute của chuột (MVM), virus parvovirus bò (BPV) và virus herpes bò (BHV). Do đó, việc phát hiện virus trong quá trình nuôi cấy tế bào CHO là cần thiết để đảm bảo an toàn cho các sản phẩm dược phẩm sinh học đối với virus. Trong nghiên cứu này, một phương pháp PCR đa mồi đã được phát triển và đánh giá hiệu quả của nó trong việc phát hiện đồng thời MVM, BPV và BHV trong quá trình sản xuất dược phẩm sinh học từ tế bào nuôi cấy. Các mồi đặc hiệu cho MVM, BPV và BHV đã được chọn, và một phương pháp PCR đa mồi đã được tối ưu hóa. Độ nhạy của phương pháp là 6,49 × 10^1 TCID50/mL đối với MVM, 7,23 × 10^2 TCID50/mL đối với BPV, và 5,80 × 10^1 TCID50/mL đối với BHV. Phương pháp PCR đa mồi rất đặc hiệu với MVM, BPV và BHV, và đã được áp dụng để xác thực tế bào CHO bị nhiễm virus một cách nhân tạo. Nó có thể phát hiện từng DNA virus từ tế bào CHO cũng như từ dịch nuôi cấy. Do đó, chúng tôi đã kết luận rằng phương pháp PCR đa mồi là vô giá trong việc phát hiện các virus không mong muốn trong quá trình sản xuất dược phẩm sinh học từ tế bào nuôi cấy.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Merten, O. -W. (2002) Virus contaminations of cell cultures -A biotechnological view. Cytotechnol. 39: 91–116.
Committee for Proprietary Medicinal Products (CPMP), The European Agency for the Evaluation of Medicinal Products: Human Medicines Evaluation Unit (1996) Note for guidance on virus validation studies: the design, contribution and interpretation of studies validating the inactivation and removal of viruses (CPMP/BWP/268/95).
International Conference on Harmonisation (1998) Q5A Viral safety evaluation of biotechnology products derived from cell lines of human or animal origin. Fedral Register 63: 51074–51084.
World Health Organization (1998) WHO requirements for the use of animal cells as in vitro substrates for the production of biological. Dev. Bio. Stand. 93: 141–171.
Minor, P. D. (1996) Mammalian cells and their contaminants. Dev. Biol. Standard. 88: 25–29.
Adamson, S. R. (1998) Experiences of virus, retrovirus, and retrovirus-like particles in Chinese hamster ovary (CHO) and hybridoma cells used for production of protein therapeutics. Dev. Biol. Stand. 93: 89–96.
Garnick, R. L. (1996) Experience with viral contamination in cell culture. Dev. Biol. Stand. 88: 49–56.
Nicklas, W., V. Kraft, and B. Meyer (1993) Contamination of transplantable tumors, cell lines, and monoclonal antibodies with rodent viruses. Lab. Anim. Sci. 43: 296–300.
Robertson, J. S. (1996) Strategy for adventitious agent assays. Dev. Biol. Stand. 88: 37–40.
Eloit, M. (1999) Risks of virus transmission associated with animal sera or substitutes and methods of control. Dev. Biol. Stand. 99: 9–16.
Garnick, R. L. (1998) Raw materials as a source of contamination in large-scale cell culture. Dev. Biol. Stand. 93: 21–29.
Kniazeff, A. J. (1973) Endogenous virus contaminants in fetal bovine serum and their role in tissue culture contamination. pp. 233–242. In: J. Fogh (ed.). Contamination in Tissue Culture. Academic Press, NY, USA.
Immelmann, A., O. Stamm, and K. Tarrach (2005) Validation and quality procedures for virus and prion removal in biopharmaceuticals. BioProcess Int. 3: 38–44.
Wit, C., C. Fautz, and Y. Xu (2000) Real-time quantitative PCR for retrovirus-like particle quantification in CHO cell culture. Biologicals 28: 137–148.
Zhan, D., M. R. Roy, C. Valera, J. Cardenas, J. C. Vennari, J. W. Chen, and S. Liu (2002) Detection of minute virus of mice using real time quantitative PCR in assessment of virus clearance during the purification of mammalian cell substrate derived biotherapeutics. Biologicals 30: 259–270.
Caterina, K. M., S. Frasca Jr, T. Grirshick, and M. I. Khan (2004) Development of a multiplex PCR for detection of avian adenovirus, avian reovirs, infectious bursal disease virus, and chicken anemia virus. Mol. Cell. Probes 18: 293–298.
Kärber, J. (1931) Beitrag zur kollectiven Behandlung pharmakologische Reihenversuche. Arch. Exp. Path. Pharmak. 162: 480–483.
Crawford, L. V., E. Follett, and M. G. Burdon (1969) The DNA of a minute virus of mice. J. Gen. Virol. 4: 37–46.
Boschetti, N., K. Wyss, A. Mischler, T. Hostettler, and C. Kempf (2003) Stability of minute virus of mice against temperature and sodium hydroxide. Biologicals 31: 181–185.
Lubna, A., B. K. Murray, R. L. Renberg, K. L. O’Neill, H. Porter, J. B. Jensen, and F. B. Johnson (2006) Cell death in bovine parvovirus-infected embryonic bovine tracheal cells is mediated by necrosis rather than apoptosis. J. Gen. Virol. 87: 2539–2548.
Sandals, W. C. D., R. Charles, and A. H. Meek (1995) Prevalence of bovine parvovirus infection in Ontario dairy cattle. Can. J. Vet. Res. 59: 81–86.
Afshar, A. and M. D. Eaglesome (1990) Viruses associated with bovine semen. Vet. Bull. 60: 93–109.
Wyler, R., M. Engels, and M. Schwyzr (1989) Infectious bovine rhinotracheitis/vulvovaginitis (BHV-1). pp. 1–72. In: G. Wittmann (ed.). Herpesvirus disease of cattle, horse and pigs. Kluwer Academic Publishers, Boston, USA.
Kou, X., Q. Wu, D. Wang, and J. Zhang (2008) Simultaneous detection of norovirus and rotavirus in oyster by multiplex RTPCR. Food Control 19: 722–726.
Falcone, E., M. Tollis, and G. Conti (2000) Bovine viral diarrhea disease associated with a contaminated vaccine. Vaccine 18: 387–388.
Kappler, A., C. Lutz-Wallace, T. Sapp, and M. Sidhu (1996) Detection of bovine polyomavirus contamination in fetal bovine sera and modified live viral vaccines using polymerase chain reaction. Biologicals 24: 131–135.
Wilbur, L. A., J. E. Evermann, R. L. Levings, I. R. Stoll, D. E. Starling, C. A. Spillers, G. A. Gustafson, and A. J. McKeirnan (1994) Abortion and death in pregnant bitches associated with a canine vaccine contaminated with bluetongue virus. J. Am. Vet. Med. Assoc. 204: 1762–1765.
Wessman, S. J. and R. L. Levings (1999) Benefits and risks due to animal serum used in cell culture production. Dev. Biol. Standard. 99: 3–8.