Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Đánh dấu phân tử hỗ trợ nhận diện khả năng chịu hạn ở một số giống lúa mì bánh mì
Tóm tắt
Để phát triển các giống cây trồng có khả năng chịu hạn tốt hơn, việc hiểu rõ các mạng lưới sinh lý, hóa sinh và di truyền là điều cần thiết. Bốn giống lúa mì bánh mì và một dòng lúa mì đã được đánh giá về các chỉ thị phân tử của khả năng chịu hạn bằng cách sử dụng RAPD-PCR và phân tích protein. Các dấu phân tử RAPD đã được sử dụng để xác định sự khác biệt di truyền giữa năm giống lúa mì và để xác định các dấu phân tử liên quan đến khả năng chịu hạn. Nghiên cứu hiện tại cho thấy phân tích RAPD là một công cụ chẩn đoán có giá trị khi sử dụng các bộ mồi RAPD khác nhau để nghiên cứu đa hình học ở cấp độ phân tử. Tổng cộng có 72 alen được khuếch đại với sáu mồi ngẫu nhiên, trong đó 61% là đơn hình và 38% là đa hình. Mồi B8 khuếch đại một băng 600 bp trong giống Sham-6, được cho là giống chịu hạn, trong khi mồi A-8 khuếch đại một băng 550 bp trong các giống Giza-168 và Sham-6. Về mặt di truyền, các giống có sự tương đồng cao nhất là Sham-6 và Line-7 (93%), tiếp theo là Gemaza-9 và Giza-168 (92%), trong khi giống khác biệt nhất là Sakha-93 (86%). Phân tích protein tiết lộ sự khác biệt giữa các giống với một băng protein xuất hiện ở 130 KDa trong các giống Sham-6, Gemaza-9 và Sakha-93, nhưng không có ở Line-7 và Giza-168. Hàm lượng proline cao nhất trong các giống chịu hạn, Sham-6 và Sakha-93. Hàm lượng sucrose trong cây chồi tăng lên ở các cây chịu hạn (Sakha-93 và Sham-6), trong khi có sự giảm hàm lượng sucrose trong mô chồi của giai đoạn cây con của Gemaza-9, Line-7 và Giza-168. Tổng thể, sự tích lũy đường khử là thấp nhất trong tất cả các cây so với hàm lượng sucrose.
Từ khóa
#lúa mì #khả năng chịu hạn #RAPD-PCR #đánh dấu phân tử #phân tích proteinTài liệu tham khảo
Adams RP, Demeke T, Abulfatih HA. 1993. RAPD DNA fingerprints and terpenoids: clues to past migrations of Juniperus in Arabia and East Africa. Theor. Appl. Genet. 87: 22–26
Balibrea ME, Cuartero J, Bolarin MC, Perez-Alfocea F. 2003. Sucrolytic activities during fruit development of Lycopersicon genotypes differing in tolerance to salinity. Physiol. Plant 118: 38–46
Black M, Corbineau F, Grzesik M, Guy P, Côme D. 1996. Carbohydrate metabolism in the developing and maturing wheat embryo in relation to its desiccation tolerance. J. Exp. Bot. 47: 161–169.
Breese ED. 1969. The measurement and significant of genotypeenvironment interaction in grasses. Heredity 21: 27–47
Chao S. 2006. Application of molecular marker technologies on-cereal crops improvement. Proceeding of the American Oat Workers Conference, July 23–25, Fargo, ND, USA
Chaves MM, Oliveira MM. 2004. Mechanisms underlying plant resilience to water deficits: Prospects for water-saving agriculture. J. Exp. Bot. 55: 2365–2384
Chen HB, Martin JM, Lavin M, Talbert LE. 1994. Genetic diversity in hard red spring wheat based on sequence-tagged site PCR markers. Crop Sci. 34: 1629–1634
Choudhary NL, Sairam RK, Tyagi A. 2005. Expression of delta1-pyrroline-5-carboxylate synthetase gene during drought in rice (Oryza sativa L.). Ind. J. Biochem. Biophys. 42: 366–370
Colombo C, Second G, Valle TL, Charier A. 1998. Genetic diversity characterization of cassava cultivars (Manihot esculenta Crantez) using RAPD markers. Genet. Mol. Biol. 21: 69–84
El-Fadly GAB, Menshawy M, Farhat ZE. 2007. Molecular and biochemical studies on some bread wheat genotypes in relation to water stress tolerance. African Crop Science Conference Proceedings 8: 605–612
Foulkes MJ, Sylvester-Bradley R, Weightman R, Snape JW. 2007. Identifying physiological traits associated with improved drought resistance in winter wheat. Field Crops Res. 103: 11–24
Fugang R, Bao-Rong L, Shaoqing L, Jingyu H, Yingguo Z. 2003. A comparative study of genetic relationships among the AA-genome Oryza species using RAPD and SSR markers. Theor. Appl. Genet. 108: 113–120
Gao JF. 2000. Experimental Technology in Plant Physiology, 2nd Ed, World Books Publishing Company, Xi’an
Halward T, Stalker T, LaRue E, Kochert G. 1992. Use of singleprimer DNA amplifications in genetic studies of peanut (Arachis hypogaea L.). Plant Mol. Biol. 18: 315–325
Hare P, Cress W. 1997. Metabolic implications of stress induced proline accumulation in plants. Plant Growth Regul. 21: 79–102
Huff DT, Peakall T, Smouse PE. 1993. RAPD variation within and among natural population of outcrossing buffalograss (Buchlo dactyloides (Nutt.) Engelm). Theor. Appl. Genet. 86: 927–934
Islam MM, Hoque A, Okuma E, Akhter Banu N, Shimoishi Y, Nakamura Y, Murata Y. 2009. Exogenous proline and glycinebetaine increase antioxidant enzyme activities and confer tolerance to cadmium stress in cultured tobacco cells. J. Plant Physiol. 166: 1587–1597
Jones CJ, Edwards KJ, Castaglione S, Winfield MO, Sala F. 1997. Reproducibility testing of RAPD, AFLP and SSR markers in plants by a network of European laboratories. Mol. Breed. 3: 381–390
Laemmli UK. 1970. Cleavage of structural protein during assembly of head bacteriophage T4. Nature 227: 680–685
Li XP, Tian AG, Luo GZ, Gong ZZ, Zhang JS, Chen SY. 2005. Soybean DRE-binding transcription factors that is responsive to abiotic stresses. Theor. Appl. Genet. 110: 1355–62
Liu ZQ, Pei Y, Pu ZJ. 1999. Relationship between hybrid per-formance and genetic diversity based on RAPD markers in wheat, Triticum aestivum L. Plant Breed. 118: 119–123
Okamura B, Jones CS, Noble LR. 1993. Randomly amplified polymorphic DNA analysis of clonal population structure and geographic variation in a freshwater bryozoan. Proc. R. Soc. London B253, 147–154
Powell W, Morgante M, Andre C, Hanafey M, Vogel J. 1996. The comparison of RFLP, RAPD, AFLP and SSR (Microsatellite) markers for germplasm analysis. Mol. Breed. 2: 225–238
Puterka GJ, Black IV WC, Steiner WM, Burton RL. 1993. Genetic variation and phylogentic relationships among world-wide collections of the Russian wheat aphid, Diuraphis noxia (Mordvilko), inferred from allozyme and RAPD-PCR markers. Heredity 70: 604–618
Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K. 1997. Gene expression and signal transduction in water-stress response. Plant Physiol. 115: 327–334
Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K. 2000. Molecular responses to dehydration and low temperature: Differences and cross-talk between two stress signaling pathways. Curr. Opin. Plant Biol. 3: 217–223
Smeekens S. 2000. Sugar-induced signal transduction in plants, Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 51:49–81
Szabados L, Savouré A. 2010. Proline: a multifunctional amino acid. Trends Plant Sci. 15: 89–97
Tessier C, David J, This P, Boursiquot JM, Charrier A. 1999. Optimization of the choice of molecular markers for varietal identification in Vitis vinifera L. Theor. Appl. Genet. 98: 171–177
van Bel AJE. 1996. Interaction between sieve element and companion cell and the consequences for photoassimilate distribution. Two structural hardware frames wit associated physiological software packages in dicotyledons. J. Exp. Bot. 47: 1129–1140
van de Zande L, Bijlsma R. 1995. Limitations of the RAPD technique in phylogeny reconstruction in Drosophila. J. Evol. Biol. 8: 645–656
van Heusdsen AW, Bachmann K. 1992. Genotypes relationships in Microseris elegans (Asteraceae, Lacticeae) revealed by DNA amplification from arbitrary primers (RAPDs). Plant Syst. Evol. 179: 221–233
Welsh J, Petersen C, McClelland M. 1991. Polymorphisms generated by arbitrarily primed PCR in the mouse: application to strain identification and genetic mapping. Nucleic Acids Res. 19: 303–306
William HM, Trethowan R, Crosby-Galvan EM. 2007. Wheat breeding assisted by markers: CIMMYT’s Experience. Euphytica 157: 307–319
Wolff K, Schoen ED, Peters-van Rijn J. 1993. Optimising the generation of random amplified polymorphic DNAs in Chrysanthemum. Theor. Appl. Genet. 86: 1033–1037
Wöstemeyer J, Schäfer C, Kellner M, Weisfeld M. 1992. DNA Polymorphisms detected by random primer dependent PCR as a powerful tool for molecular diagnostics of plant pathogenic fungi. Adv. Mol. Genet. 5: 227–240