Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Đặc điểm phân tử của chitinase mới CmChi1 từ Chitinolyticbacter meiyuanensis SYBC-H1 và ứng dụng trong sản xuất N-acetyl-d-glucosamine
Tóm tắt
N-acetyl-d-glucosamine (GlcNAc) sở hữu nhiều hoạt động sinh học và đã được sử dụng rộng rãi trong nhiều lĩnh vực. Sản xuất GlcNAc bằng enzym thân thiện với môi trường, đạt hiệu suất cao và quy trình sản xuất nhẹ nhàng so với phương pháp hóa học truyền thống. Do đó, việc tìm kiếm một chitinase tốt hơn để sản xuất GlcNAc từ chitin là rất quan trọng. Một gen chitinase mới (Cmchi1) đã được tách ra từ Chitinolyticbacter meiyuanensis SYBC-H1 và được biểu hiện trong các tế bào Escherichia coli BL21(DE3). Enzyme tái tổ hợp (CmChi1) chứa một module xúc tác glycosyl hydrolase gia đình 18 với mức độ tương đồng thấp (12–27%) so với miền tương ứng của các chitinase đã được nghiên cứu kỹ lưỡng. CmChi1 đã được tinh chế với hiệu suất thu hồi đạt 89% bằng sắc ký hấp phụ chitin cô lập, và có hoạt tính đặc hiệu lên tới 15.3 U/mg. CmChi1 có khối lượng phân tử ước tính khoảng 70 kDa sau quá trình điện di gel polyacrylamide natri dodecyl sulfate, và hoạt tính tối ưu của nó đối với thủy phân chitin cô lập (CC) đạt được tại pH 5.2 và 50 °C. Hơn nữa, CmChi1 thể hiện giá trị kcat/Km là 7.8 ± 0.11 mL/s/mg và 239.1 ± 2.6 mL/s/μmol đối với CC và 4-nitrophenol N,N′-diacetyl-β-d-chitobioside [p-NP-(GlcNAc)2], tương ứng. Phân tích sản phẩm thủy phân tiết lộ rằng CmChi1 thể hiện hoạt động exo-acting, endo-acting và N-acetyl-β-d-glucosaminidase đối với các oligosacarit chitooligosaccharides N-acetyl (N-acetyl CHOS) và chất nền CC, một đặc điểm khiến nó khác biệt với các chitinase điển hình đã được báo cáo. Do đó, GlcNAc có thể được sản xuất bằng cách thủy phân CC chỉ với CmChi1 tái tổ hợp với hiệu suất gần 100% và được lọc đơn giản từ dịch thủy phân với độ tinh khiết cao 98%. Đặc tính thủy phân và khả năng thích nghi tốt với môi trường chỉ ra rằng CmChi1 có tiềm năng tuyệt vời trong sản xuất GlcNAc thương mại. Đây là báo cáo đầu tiên về hoạt động exo-acting, endo-acting và N-acetyl-β-d-glucosaminidase từ loài Chitinolyticbacter.
Từ khóa
#N-acetyl-d-glucosamine #chitinase #Chitinolyticbacter meiyuanensis #sản xuất enzym #tính chất thủy phân #môi trường.Tài liệu tham khảo
Kaur S, Dhillon GS. Recent trends in biological extraction of chitin from marine shell wastes: a review. Crit Rev Biotechnol. 2015;35(1):44–61.
Yan N, Chen X. Don’t waste seafood waste. Nature. 2015;524(7564):155–7.
Chen J-K, Shen C-R, Liu C-L. N-acetylglucosamine: production and applications. Mar Drug. 2010;8(9):2493–516.
Husson E, Hadad C, Huet G, Laclef S, Lesur D, Lambertyn V, Jamali A, Gottis S, Sarazin C, Van Nhien AN. The effect of room temperature ionic liquids on the selective biocatalytic hydrolysis of chitin via sequential or simultaneous strategies. Green Chem. 2017;19(17):4122–31.
Bobbink FD, Zhang J, Pierson Y, Chen X, Yan N. Conversion of chitin derived N-acetyl-d-glucosamine (NAG) into polyols over transition metal catalysts and hydrogen in water. Green Chem. 2015;17(2):1024–31.
Zhang A, Wei G, Mo X, Zhou N, Chen K, Ouyang P. Enzymatic hydrolysis of chitin pretreated by bacterial fermentation to obtain pure N-acetyl-d-glucosamine. Green Chem. 2018. https://doi.org/10.1039/C8GC00265G.
Kim TI, Ki KS, Lim DH, Vijayakumar M, Park SM, Choi SH, Kim KY, Im SK, Park BY. Novel Acinetobacter parvus HANDI 309 microbial biomass for the production of N-acetyl-beta-d-glucosamine (GlcNAc) using swollen chitin substrate in submerged fermentation. Biotechnol Biofuels. 2017;10:59. https://doi.org/10.1186/s13068-017-0740-1.
Dahiya N, Tewari R, Hoondal GS. Biotechnological aspects of chitinolytic enzymes: a review. Appl Microbiol Biotechnol. 2006;71(6):773–82.
Bhattacharya D, Nagpure A, Gupta RK. Bacterial chitinases: properties and potential. Crit Rev Biotechnol. 2007;27(1):21–8.
Sashiwa H, Fujishima S, Yamano N, Kawasaki N, Nakayama A, Muraki E, Hiraga K, Oda K, Aiba S. Production of N-acetyl-d-glucosamine from alpha-chitin by crude enzymes from Aeromonas hydrophila H-2330. Carbohydr Res. 2002;337(8):761–3.
Zhu W, Wang D, Liu T, Yang Q. Production of N-acetyl-D-glucosamine from mycelial waste by a combination of bacterial chitinases and an insect N-acetyl-d-glucosaminidase. J Agr Food Chem. 2016;64(35):6738–44.
Fu X, Yan Q, Yang S, Yang X, Guo Y, Jiang Z. An acidic, thermostable exochitinase with beta-N-acetylglucosaminidase activity from Paenibacillus barengoltzii converting chitin to N-acetyl glucosamine. Biotechnol Biofuels. 2014;7:174. https://doi.org/10.1186/s13068-014-0174-y.
Hao Z, Cai Y, Liao X, Liang X, Liu J, Fang Z, Hu M, Zhang D. Chitinolyticbacter meiyuanensis SYBC-H1(T), Gen. Nov., sp. Nov., a Chitin-Degrading Bacterium Isolated From Soil. Curr Microbiol. 2011;62(6):1732–8.
Hao Z, Cai Y, Liao X, Zhang X, Fang Z, Zhang D. Optimization of nutrition factors on chitinase production from a newly isolated Chitiolyticbacter meiyuanensis SYBC-H1. Brazilian J Microbiol. 2012;43(1):177–86.
Zhang A, Gao C, Chen K, Wei C, Ouyang P. Enhanced chitinase production by Chitinolyticbacter meiyuanensis SYBC-H1 using staged pH control. J Gen Appl Microbiol. 2016;62(3):126–31.
Zhang A, Gao C, Wang J, Chen K, Ouyang P. An efficient enzymatic production of N-acetyl-d-glucosamine from crude chitin powders. Green Chem. 2016;18(7):2147–54.
Hao Z, Wu H, Yang M, Chen J, Xi L, Zhao W, Yu J, Liu J, Liao X, Huang Q. Cloning, expression and 3D structure prediction of chitinase from Chitinolyticbacter meiyuanensis SYBC-H1. Int J Mol Sci. 2016;17(6):825.
Huang L, Garbulewska E, Sato K, Kato Y, Nogawa M, Taguchi G, Shimosaka M. Isolation of genes coding for chitin-degrading enzymes in the novel chitinolytic bacterium, Chitiniphilus shinanonensis, and characterization of a gene coding for a family 19 chitinase. J Biosci Bioeng. 2012;113(3):293–9.
Gao C, Zhang A, Chen K, Hao Z, Tong J, Ouyang P. Characterization of extracellular chitinase from Chitinibacter sp GC72 and its application in GlcNAc production from crayfish shell enzymatic degradation. Biochem Eng J. 2015;97:59–64.
Laemmli UK. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 1970;227(5259):680–5.
Terauchi R, Kahl G. Rapid isolation of promoter sequences by TAIL-PCR: the 5′-flanking regions of Pal and Pgi genes from yams (Dioscorea). Mol Gen l Genet. 2000;263(3):554–60.
Breuil C, Saddler JN. Comparison of the 3,5-dinitrosalicylic acid and nelson-somogyi methods of assaying for reducing sugars and determining cellulase activity. Enzyme Microb Technol. 1985;7(7):327–32.
Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976;72:248–54.
Price NC. The determination of K m values from Lineweaver-Burk plots. Biochem Educ. 1985;13(2):81.
Perkins DN, Pappin DJ, Creasy DM, Cottrell JS. Probability-based protein identification by searching sequence databases using mass spectrometry data. Electrophoresis. 1999;20(20):3551–67.
Kwong WK, Mancenido AL, Moran NA. Genome sequences of Lactobacillus sp. strains wkB8 and wkB10, members of the firm-5 clade, from Honey Bee Guts. Genome Announc. 2014;2(6):e01176-14. https://doi.org/10.1128/genomea.01176-14.
Kawaichi S, Yoshida T, Sako Y, Nakamura R. Draft genome sequence of a heterotrophic facultative anaerobic thermophilic bacterium, Ardenticatena maritima Strain 110ST. Genome Announc. 2015;3(5):e01145-15. https://doi.org/10.1128/genomea.01145-15.
Yang S, Fu X, Yan Q, Guo Y, Liu Z, Jiang Z. Cloning, expression, purification and application of a novel chitinase from a thermophilic marine bacterium Paenibacillus barengoltzii. Food Chem. 2016;192:1041–8.
Aronson NN, Halloran BA, Alexyev MF, Amable L, Madura JD, Pasupulati L, Worth C, Van Roey P. Family 18 chitinase-oligosaccharide substrate interaction: subsite preference and anomer selectivity of Serratia marcescens chitinase A. Biochem J. 2003;376:87–95.
Ueda J, Kurosawa N. Characterization of an extracellular thermophilic chitinase from Paenibacillus thermoaerophilus strain TC22-2b isolated from compost. World J Microbiol Biotechnol. 2015;31(1):135–43.
Skujins J, Pukite A, McLaren AD. Chitinase of Streptomyces sp.: purification and properties. Enzymologia. 1970;39(6):353–70.
Huang L, Shizume A, Nogawa M, Taguchi G, Shimosaka M. Heterologous expression and functional characterization of a novel chitinase from the chitinolytic bacterium Chitiniphilus shinanonensis. Biosci Biotechnol Biochem. 2012;76(3):517–22.
Woo CJ, Park HD. An extracellular Bacillus sp chitinase for the production of chitotriose as a major chitinolytic product. Biotechnol Lett. 2003;25(5):409–12.
Lee Y-S, Park I-H, Yoo J-S, Chung S-Y, Lee Y-C, Cho Y-S, Ahn S-C, Kim C-M, Choi Y-L. Cloning, purification, and characterization of chitinase from Bacillus sp. DAU101. Bioresour Technol. 2007;98(14):2734–41.
Purushotham P, Podile AR. Synthesis of long-chain chitooligosaccharides by a hypertransglycosylating processive endochitinase of Serratia proteamaculans 568. J Bacteriol. 2012;194(16):4260–71.
Dahiya N, Tewari R, Tiwari RP, Hoondal GS. Chitinase from Enterobacter sp. NRG4: its purification, characterization and reaction pattern. Electro J Biotechnol. 2005;8(2):134–45.
Nawani NN, Kapadnis BP, Das AD, Rao AS, Mahajan SK. Purification and characterization of a thermophilic and acidophilic chitinase from Microbispora sp. V2. J Appl Microbiol. 2002;93(6):965–75.
Itoh T, Hibi T, Fujii Y, Sugimoto I, Fujiwara A, Suzuki F, Iwasaki Y, Kim J-K, Taketo A, Kimoto H. Cooperative degradation of chitin by extracellular and cell surface-expressed chitinases from Paenibacillus sp Strain FPU-7. Appl Environ Microbiol. 2013;79(23):7482–90.
Loni PP, Patil JU, Phugare SS, Bajekal SS. Purification and characterization of alkaline chitinase from Paenibacillus pasadenensis NCIM 5434. J Basic Microbiol. 2014;54(10):1080–9.
Vaidya RJ, Macmil SLA, Vyas PR, Ghetiya LV, Thakor KJ, Chhatpar HS. Biological control of Fusarium wilt of pigeonpea Cajanus cajan (L.) Millsp. with chitinolytic Alcaligenes xylosoxydans. Indian J Exp Biol. 2003;41(12):1469–72.
Frankowski J, Lorito M, Scala F, Schmid R, Berg G, Bahl H. Purification and properties of two chitinolytic enzymes of Serratia plymuthica HRO-C48. Arch Microbiol. 2001;176(6):421–6.
Tanaka T, Fukui T, Fujiwara S, Atomi H, Imanaka T. Concerted action of diacetylchitobiose deacetylase and exo-beta-d-glucosaminidase in a novel chitinolytic pathway in the hyperthermophilic archaeon Thermococcus kodakaraensis KOD1. J Biol Chem. 2004;279(29):30021–7.
Mallakuntla MK, Vaikuntapu PR, Bhuvanachandra B, Das SN, Podile AR. Transglycosylation by a chitinase from Enterobacter cloacae subsp. cloacae generates longer chitin oligosaccharides. Sci Rep. 2017;7:5113. https://doi.org/10.1038/s41598-017-05140-3.