Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
MicroRNA-374a, -4680, và -133b ức chế sự sinh sản tế bào thông qua điều hòa các gen liên quan đến khuyết hổng vòm miệng ở người trong các tế bào vòm miệng nhân tạo
Tóm tắt
Khuyết hổng vòm miệng (CP) là khuyết tật bẩm sinh phổ biến thứ hai; tuy nhiên, mối quan hệ giữa các gen liên quan đến CP và sự điều hòa biểu sinh vẫn còn chưa được biết đến nhiều. Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã điều tra sự đóng góp của microRNA (miRNA) vào sự sinh sản tế bào và điều hòa các gen tham gia vào sự phát triển của CP. Để xác định tất cả các gen mà có đột biến hoặc liên kết đã được tìm thấy ở những người bị CP, chúng tôi đã tiến hành tìm kiếm tài liệu có hệ thống, tiếp theo là các phân tích sinh tin học cho những gen này. Chúng tôi xác nhận kết quả sinh tin học một cách thực nghiệm bằng cách thực hiện các thử nghiệm sinh sản tế bào và phân tích điều hòa miRNA-gen trong các tế bào trung mô vòm miệng người được nuôi cấy và điều trị bằng từng mô phỏng miRNA. Chúng tôi xác định được 131 gen liên quan đến CP trong đánh giá hệ thống. Phân tích sinh tin học cho thấy các gen CP liên quan đến các con đường tín hiệu, microRNA (miRNA), các con đường chuyển hóa và sự sinh sản tế bào. Tổng cộng có 17 miRNA được công nhận là các yếu tố tiềm năng điều chỉnh các gen CP của người. Để xác nhận chức năng của miRNA trong sự sinh sản tế bào, nguyên nhân chính gây ra CP, chúng tôi đã thực hiện các thử nghiệm sinh sản/sống sót tế bào cho 11 miRNA ứng viên hàng đầu từ phân tích sinh tin học của chúng tôi. Việc biểu hiện quá mức miR-133b, miR-374a-5p, và miR-4680-3p dẫn đến sự giảm hơn 30% hoạt động sinh sản tế bào trong các nền văn hóa tế bào trung mô vòm miệng người. Chúng tôi phát hiện rằng một số gen mục tiêu CP phía hạ lưu được dự đoán bởi các phân tích sinh tin học đã bị giảm đáng kể thông qua việc kích thích các miRNA này (FGFR1, GCH1, PAX7, SMC2 và SUMO1 bởi miR-133b; ARNT, BMP2, CRISPLD1, FGFR2, JARID2, MSX1, NOG, RHPN2, RUNX2, WNT5A và ZNF236 bởi miR-374a-5p; và ERBB2, JADE1, MTHFD1 và WNT5A bởi miR-4680-3p) trong các tế bào nuôi cấy. Kết quả của chúng tôi chỉ ra rằng miR-374a-5p, miR-4680-3p và miR-133b điều hòa sự biểu hiện của các gen liên quan đến bệnh lý của khuyết hổng vòm miệng ở người, cung cấp cái nhìn về mối liên hệ giữa các gen liên quan đến CP và các mục tiêu tiềm năng của miRNA trong sự phát triển vòm miệng.
Từ khóa
#khuyết hổng vòm miệng #microRNA #sự sinh sản tế bào #gen liên quan #điều hòa biểu sinh #tế bào trung mô vòm miệngTài liệu tham khảo
Leslie EJ, Marazita ML. Genetics of cleft palate. Am J Med Genet C Semin Med Genet. 2013;163C(4):246-58..
Ferguson MW. Palate development. Development. 1988;103(Suppl):41–60.
Iwata J, Parada C, Chai Y. The mechanism of TGF-beta signaling during palate development. Oral Dis. 2011;17(8):733–44.
Stanier P, Moore GE. Genetics of cleft lip and palate: syndromic genes contribute to the incidence of non-syndromic clefts. Hum Mol Genet. 2004;13(Spec 1):R73–81.
Marazita ML, Field LL, Cooper ME, Tobias R, Maher BS, Peanchitlertkajorn S, Liu YE. Genome scan for loci involved in cleft lip with or without cleft palate, in Chinese multiplex families. Am J Hum Genet. 2002;71(2):349–64.
Marazita ML, Field LL, Cooper ME, Tobias R, Maher BS, Peanchitlertkajorn S, Liu YE. Nonsyndromic cleft lip with or without cleft palate in China: assessment of candidate regions. Cleft Palate Craniofac J. 2002;39(2):149–56.
Jones MC. Etiology of facial clefts: prospective evaluation of 428 patients. Cleft Palate J. 1988;25(1):16–20.
Dixon MJ, Marazita ML, Beaty TH, Murray JC. Cleft lip and palate: understanding genetic and environmental influences. Nat Rev Genet. 2011;12(3):167–78.
Murray JC. Gene/environment causes of cleft lip and/or palate. Clin Genet. 2002;61(4):248–56.
Jugessur A, Murray JC. Orofacial clefting: recent insights into a complex trait. Curr Opin Genet Dev. 2005;15(3):270–8.
Lillycrop KA, Burdge GC. Maternal diet as a modifier of offspring epigenetics. J Dev Orig Health Dis. 2015;6(2):88–95.
Ross JS, Carlson JA, Brock G. miRNA: the new gene silencer. Am J Clin Pathol. 2007;128(5):830–6.
Sangani D, Suzuki A, VonVille H, Hixson JE, Iwata J. Gene mutations associated with temporomandibular joint disorders: a systematic review. OAlib. 2015;2(6):e1583.
Suzuki A, Abdallah N, Gajera M, Jun G, Jia P, Zhao Z, Iwata J. Genes and microRNAs associated with mouse cleft palate: a systematic review and bioinformatics analysis. Mech Dev. 2018;150:21–7.
Subramanian A, Tamayo P, Mootha VK, Mukherjee S, Ebert BL, Gillette MA, Paulovich A, Pomeroy SL, Golub TR, Lander ES, et al. Gene set enrichment analysis: a knowledge-based approach for interpreting genome-wide expression profiles. Proc Natl Acad Sci U S A. 2005;102(43):15545–50.
Suzuki A, Pelikan RC, Iwata J. WNT/beta-catenin signaling regulates multiple steps of Myogenesis by regulating step-specific targets. Mol Cell Biol. 2015;35(10):1763–76.
Guo AY, Sun J, Jia P, Zhao Z. A novel microRNA and transcription factor mediated regulatory network in schizophrenia. BMC Syst Biol. 2010;4:10.
Ambros V. The functions of animal microRNAs. Nature. 2004;431(7006):350–5.
Elso C, Lu X, Weisner PA, Thompson HL, Skinner A, Carver E, Stubbs L. A reciprocal translocation dissects roles of Pax6 alternative promoters and upstream regulatory elements in the development of pancreas, brain, and eye. Genesis. 2013;51(9):630–46.
Dixon MJ, Ferguson MW. The effects of epidermal growth factor, transforming growth factors alpha and beta and platelet-derived growth factor on murine palatal shelves in organ culture. Arch Oral Biol. 1992;37(5):395–410.
Iamaroon A, Tait B, Diewert VM. Cell proliferation and expression of EGF, TGF-alpha, and EGF receptor in the developing primary palate. J Dent Res. 1996;75(8):1534–9.
Seger R, Krebs EG. The MAPK signaling cascade. FASEB J. 1995;9(9):726–35.
Iwata J, Suzuki A, Pelikan RC, Ho TV, Sanchez-Lara PA, Chai Y. Modulation of lipid metabolic defects rescues cleft palate in Tgfbr2 mutant mice. Hum Mol Genet. 2014;23(1):182–93.
Briscoe J, Therond PP. The mechanisms of hedgehog signalling and its roles in development and disease. Nat Rev Mol Cell Biol. 2013;14(7):416–29.
Goetz SC, Anderson KV. The primary cilium: a signalling Centre during vertebrate development. Nat Rev Genet. 2010;11(5):331–44.
He M, Subramanian R, Bangs F, Omelchenko T, Liem KF Jr, Kapoor TM, Anderson KV. The kinesin-4 protein Kif7 regulates mammalian hedgehog signalling by organizing the cilium tip compartment. Nat Cell Biol. 2014;16(7):663–72.
Liem KF Jr, He M, Ocbina PJ, Anderson KV. Mouse Kif7/Costal2 is a cilia-associated protein that regulates sonic hedgehog signaling. Proc Natl Acad Sci U S A. 2009;106(32):13377–82.
Cheung HO, Zhang X, Ribeiro A, Mo R, Makino S, Puviindran V, Law KK, Briscoe J, Hui CC. The kinesin protein Kif7 is a critical regulator of Gli transcription factors in mammalian hedgehog signaling. Sci Signal. 2009;2(76):ra29.
Romio L, Wright V, Price K, Winyard PJ, Donnai D, Porteous ME, Franco B, Giorgio G, Malcolm S, Woolf AS, et al. OFD1, the gene mutated in oral-facial-digital syndrome type 1, is expressed in the metanephros and in human embryonic renal mesenchymal cells. J Am Soc Nephrol : JASN. 2003;14(3):680–9.
Romio L, Fry AM, Winyard PJ, Malcolm S, Woolf AS, Feather SA. OFD1 is a centrosomal/basal body protein expressed during mesenchymal-epithelial transition in human nephrogenesis. J Am Soc Nephrol : JASN. 2004;15(10):2556–68.
Efimenko E, Blacque OE, Ou G, Haycraft CJ, Yoder BK, Scholey JM, Leroux MR, Swoboda P. Caenorhabditis elegans DYF-2, an orthologue of human WDR19, is a component of the intraflagellar transport machinery in sensory cilia. Mol Biol Cell. 2006;17(11):4801–11.
Huang J, Roberts AJ, Leschziner AE, Reck-Peterson SL. Lis1 acts as a “clutch” between the ATPase and microtubule-binding domains of the dynein motor. Cell. 2012;150(5):975–86.
Torisawa T, Nakayama A, Furuta K, Yamada M, Hirotsune S, Toyoshima YY. Functional dissection of LIS1 and NDEL1 towards understanding the molecular mechanisms of cytoplasmic dynein regulation. J Biol Chem. 2011;286(3):1959–65.
Pedersen LB, Rompolas P, Christensen ST, Rosenbaum JL, King SM. The lissencephaly protein Lis1 is present in motile mammalian cilia and requires outer arm dynein for targeting to Chlamydomonas flagella. J Cell Sci. 2007;120(Pt 5):858–67.
Beaty TH, Ruczinski I, Murray JC, Marazita ML, Munger RG, Hetmanski JB, Murray T, Redett RJ, Fallin MD, Liang KY, et al. Evidence for gene-environment interaction in a genome wide study of nonsyndromic cleft palate. Genet Epidemiol. 2011;35(6):469–78.
Krapels IP, Raijmakers-Eichhorn J, Peters WH, Roelofs HM, Ras F, Steegers-Theunissen RP, Eurocran Gene-Environment Interaction G. The I,105V polymorphism in glutathione S-transferase P1, parental smoking and the risk for nonsyndromic cleft lip with or without cleft palate. Eur J Hum Genet. 2008;16(3):358–66.
Ignacio C, Hicks SD, Burke P, Lewis L, Szombathyne-Meszaros Z, Middleton FA. Alterations in serum microRNA in humans with alcohol use disorders impact cell proliferation and cell death pathways and predict structural and functional changes in brain. BMC Neurosci. 2015;16:55.
Mullany LE, Herrick JS, Wolff RK, Stevens JR, Slattery ML. Association of cigarette smoking and microRNA expression in rectal cancer: insight into tumor phenotype. Cancer Epidemiol. 2016;45:98–107.
Schembri F, Sridhar S, Perdomo C, Gustafson AM, Zhang X, Ergun A, Lu J, Liu G, Zhang X, Bowers J, et al. MicroRNAs as modulators of smoking-induced gene expression changes in human airway epithelium. Proc Natl Acad Sci U S A. 2009;106(7):2319–24.
Shi B, Gao H, Zhang T, Cui Q. Analysis of plasma microRNA expression profiles revealed different cancer susceptibility in healthy young adult smokers and middle-aged smokers. Oncotarget. 2016;7(16):21676–85.
Wang G, Wang R, Strulovici-Barel Y, Salit J, Staudt MR, Ahmed J, Tilley AE, Yee-Levin J, Hollmann C, Harvey BG, et al. Persistence of smoking-induced dysregulation of miRNA expression in the small airway epithelium despite smoking cessation. PLoS One. 2015;10(4):e0120824.
Mandal C, Halder D, Jung KH, Chai YG. Maternal alcohol consumption and altered miRNAs in the developing fetus: context and future perspectives. J Appl Toxicol. 2018;38(1):100–7.
Soares AR, Pereira PM, Ferreira V, Reverendo M, Simoes J, Bezerra AR, Moura GR, Santos MA. Ethanol exposure induces upregulation of specific microRNAs in zebrafish embryos. Toxicol Sci. 2012;127(1):18–28.
Wang LL, Zhang Z, Li Q, Yang R, Pei X, Xu Y, Wang J, Zhou SF, Li Y. Ethanol exposure induces differential microRNA and target gene expression and teratogenic effects which can be suppressed by folic acid supplementation. Hum Reprod. 2009;24(3):562–79.
Gross N, Kropp J, Khatib H. MicroRNA signaling in embryo development. Biology (Basel). 2017;6(3):E34.
Li J, Zhang Y, Li D, Liu Y, Chu D, Jiang X, Hou D, Zen K, Zhang CY. Small non-coding RNAs transfer through mammalian placenta and directly regulate fetal gene expression. Protein Cell. 2015;6(6):391–6.