Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Duy trì hồ sơ methyl hóa trong các vùng kiểm soát ghi dấu di truyền ở tế bào gốc đa năng cảm ứng của người
Tóm tắt
Ghi dấu di truyền của cha mẹ là một cơ chế di truyền không mã hóa dẫn đến sự biểu hiện monoallelic của một tập hợp các gen phụ thuộc vào nguồn gốc cha mẹ của chúng. Các rối loạn ghi dấu di truyền (IDs), gây ra bởi sự rối loạn của các gen được ghi dấu, là một tập hợp các bệnh bẩm sinh hiếm gặp chủ yếu ảnh hưởng đến sự phát triển, chuyển hóa và phát triển. Đến nay, chưa có mô hình chính xác để nghiên cứu bệnh sinh của các rối loạn này hoặc thử nghiệm các chiến lược điều trị. Tế bào gốc đa năng cảm ứng của người (iPSCs) là một phương pháp tế bào đầy hứa hẹn để mô hình hóa các bệnh ở người và các rối loạn di truyền phức tạp. Tuy nhiên, sự hypermethyl hóa bất thường của các vùng kiểm soát ghi dấu (ICRs) có thể xuất hiện trong quá trình lập trình lại và nuôi cấy tế bào iPSCs. Do đó, chúng tôi đã thử nghiệm nhiều điều kiện lập trình lại và nuôi cấy iPSCs và thực hiện một phân tích toàn diện về các dấu methyl hóa tại các ICRs để phát triển một mô hình tế bào có thể được sử dụng để nghiên cứu các rối loạn ghi dấu di truyền.
Chúng tôi đã đánh giá các mức độ methyl hóa tại bảy vị trí ghi dấu trong iPSCs trước khi phân hóa, tại nhiều lần nuôi cấy khác nhau, và trong quá trình phân hóa thành sụn. Mức độ methyl hóa bất thường được phát hiện, với sự hypermethyl hóa tại 11p15 H19/IGF2:IG-DMR và 14q32 MEG3/DLK1:IG-DMR, không phụ thuộc vào phương pháp lập trình lại và nguồn tế bào. Sự hypermethyl hóa tại hai vị trí này dẫn đến sự mất ghi dấu di truyền của cha mẹ (LOI), với sự biểu hiện biallelic của các gen ghi dấu IGF2 và DLK1, tương ứng. Bổ sung môi trường nuôi cấy epiPS™ kết hợp với việc nuôi cấy tế bào trong điều kiện thiếu oxy ngăn ngừa hypermethyl hóa tại H19/IGF2:IG-DMR (ICR1) và MEG3/DLK1:IG-DMR, cũng như tại các vị trí ghi dấu khác, trong khi bảo tồn các thuộc tính sinh sản và tiềm năng của các tế bào iPSCs này. Một phân tích toàn diện và định lượng các mức độ methyl hóa của các ICR trong iPSCs cho thấy sự hypermethyl hóa của một số ICR trong iPSCs ở người, đặc biệt là các ICR methyl hóa từ cha, và sự mất LOI của một số gen ghi dấu. Môi trường nuôi cấy epiPS™ và việc nuôi cấy tế bào trong điều kiện thiếu oxy đã ngăn ngừa hypermethyl hóa của các ICR trong iPSCs. Chúng tôi đã chứng minh rằng lập trình lại và nuôi cấy trong môi trường epiPS™ cho phép tạo ra các dòng tế bào iPSCs kiểm soát với mức độ methyl hóa cân bằng và các dòng tế bào iPSCs bệnh nhân ID với mức độ methyl hóa không cân bằng. Tế bào gốc iPSCs của người do đó là một mô hình tế bào đầy hứa hẹn để nghiên cứu bệnh sinh của các rối loạn ghi dấu và thử nghiệm liệu pháp trong các mô cần thiết.
Từ khóa
#Ghi dấu di truyền của cha mẹ #rối loạn ghi dấu di truyền #tế bào gốc đa năng cảm ứng #hypermethyl hóa #vùng kiểm soát ghi dấu di truyềnTài liệu tham khảo
DeChiara TM, Robertson EJ, Efstratiadis A. Parental imprinting of the mouse insulin-like growth factor II gene. Cell. 1991;64(4):849–59.
Eggermann T, Perez de Nanclares G, Maher ER, Temple IK, Tümer Z, Monk D, et al. Imprinting disorders: a group of congenital disorders with overlapping patterns of molecular changes affecting imprinted loci. Clin Epigenet. 2015;7:123.
Wakeling EL, Brioude F, Lokulo-Sodipe O, O’Connell SM, Salem J, Bliek J, et al. Diagnosis and management of Silver–Russell syndrome: first international consensus statement. Nat Rev Endocrinol. 2017;13(2):105–24.
Abi Habib W, Brioude F, Azzi S, Rossignol S, Linglart A, Sobrier M-L, et al. Transcriptional profiling at the DLK1/MEG3 domain explains clinical overlap between imprinting disorders. Sci Adv. 2019;5(2):eaau9425.
Burnett LC, LeDuc CA, Sulsona CR, Paull D, Eddiry S, Levy B, et al. Induced pluripotent stem cells (iPSC) created from skin fibroblasts of patients with Prader–Willi syndrome (PWS) retain the molecular signature of PWS. Stem Cell Res. 2016;17(3):526–30.
Chamberlain SJ, Chen P-F, Ng KY, Bourgois-Rocha F, Lemtiri-Chlieh F, Levine ES, et al. Induced pluripotent stem cell models of the genomic imprinting disorders Angelman and Prader–Willi syndromes. Proc Natl Acad Sci U S A. 2010;107(41):17668–73.
Chang S, Hur SK, Naveh NSS, Thorvaldsen JL, French DL, Gagne AL, et al. Derivation and investigation of the first human cell-based model of Beckwith-Wiedemann syndrome. Epigenetics. 2020;16:1–11.
Grybek V, Aubry L, Maupetit-Méhouas S, Le Stunff C, Denis C, Girard M, et al. Methylation and transcripts expression at the imprinted GNAS locus in human embryonic and induced pluripotent stem cells and their derivatives. Stem Cell Rep. 2014;3(3):432–43.
Bar S, Benvenisty N. Epigenetic aberrations in human pluripotent stem cells. EMBO J. 2019;38(12):e101033.
Chamberlain SJ, Li X-J, Lalande M. Induced pluripotent stem (iPS) cells as in vitro models of human neurogenetic disorders. Neurogenetics. 2008;9(4):227–35.
Yamanaka S. Induced pluripotent stem cells: past, present, and future. Cell Stem Cell. 2012;10(6):678–84.
Germain ND, Levine ES, Chamberlain SJ. IPSC models of chromosome 15Q imprinting disorders: from disease modeling to therapeutic strategies. Adv Neurobiol. 2020;25:55–77.
Sabitha KR, Shetty AK, Upadhya D. Patient-derived iPSC modeling of rare neurodevelopmental disorders: molecular pathophysiology and prospective therapies. Neurosci Biobehav Rev. 2021;121:201–19.
Azzi S, Steunou V, Rousseau A, Rossignol S, Thibaud N, Danton F, et al. Allele-specific methylated multiplex real-time quantitative PCR (ASMM RTQ-PCR), a powerful method for diagnosing loss of imprinting of the 11p15 region in Russell Silver and Beckwith Wiedemann syndromes. Hum Mutat. 2011;32(2):249–58.
Abi Habib W, Azzi S, Brioude F, et al. Extensive investigation of the IGF2/H19 imprinting control region reveals novel OCT4/SOX2 binding site defects associated with specific methylation patterns in Beckwith-Wiedemann syndrome. Hum Mol Genet. 2014;23(21):5763–73.
Giabicani E, Pham A, Sélénou C, Sobrier ML, Andrique C, Lesieur J, Linglart A, Poliard A, Chaussain C, Netchine I. Dental pulp stem cells as a promising model to study imprinting diseases. Int J Oral Sci. 2022;14(1):19.
Bar S, Schachter M, Eldar-Geva T, Benvenisty N. Large-scale analysis of loss of imprinting in human pluripotent stem cells. Cell Rep. 2017;19(5):957–68.
Stadtfeld M, Apostolou E, Akutsu H, Fukuda A, Follett P, Natesan S, et al. Aberrant silencing of imprinted genes on chromosome 12qF1 in mouse induced pluripotent stem cells. Nature. 2010;465(7295):175–81.
Takikawa S, Ray C, Wang X, Shamis Y, Wu T-Y, Li X. Genomic imprinting is variably lost during reprogramming of mouse iPS cells. Stem Cell Res. 2013;11(2):861–73.
Abi Habib W, Azzi S, Brioude F, Steunou V, Thibaud N, Das Neves C, et al. Extensive investigation of the IGF2/H19 imprinting control region reveals novel OCT4/SOX2 binding site defects associated with specific methylation patterns in Beckwith-Wiedemann syndrome. Hum Mol Genet. 2014;23(21):5763–73.
Demars J, Shmela ME, Rossignol S, Okabe J, Netchine I, Azzi S, et al. Analysis of the IGF2/H19 imprinting control region uncovers new genetic defects, including mutations of OCT-binding sequences, in patients with 11p15 fetal growth disorders. Hum Mol Genet. 2010;19(5):803–14.
Barroca V, Lewandowski D, Jaracz-Ros A, Hardouin S-N. Paternal insulin-like growth factor 2 (Igf2) regulates stem cell activity during adulthood. EBioMedicine. 2017;15:150–62.
Bendall SC, Stewart MH, Menendez P, George D, Vijayaragavan K, Werbowetski-Ogilvie T, et al. IGF and FGF cooperatively establish the regulatory stem cell niche of pluripotent human cells in vitro. Nature. 2007;448(7157):1015–21.
Nishino K, Umezawa A. DNA methylation dynamics in human induced pluripotent stem cells. Hum Cell. 2016;29(3):97–100.
Nishino K, Toyoda M, Yamazaki-Inoue M, Fukawatase Y, Chikazawa E, Sakaguchi H, et al. DNA methylation dynamics in human induced pluripotent stem cells over time. PLoS Genet. 2011;7(5):e1002085.
Tesarova L, Simara P, Stejskal S, Koutna I. The aberrant DNA methylation profile of human induced pluripotent stem cells is connected to the reprogramming process and is normalized during in vitro culture. PLoS ONE. 2016;11(6):e0157974.
Rulands S, Lee HJ, Clark SJ, Angermueller C, Smallwood SA, Krueger F, et al. Genome-scale oscillations in DNA methylation during exit from pluripotency. Cell Syst. 2018;7(1):63-76.e12.
Shipony Z, Mukamel Z, Cohen NM, Landan G, Chomsky E, Zeliger SR, et al. Dynamic and static maintenance of epigenetic memory in pluripotent and somatic cells. Nature. 2014;513(7516):115–9.
Okuno H, Nakabayashi K, Abe K, Ando T, Sanosaka T, Kohyama J, et al. Changeability of the fully methylated status of the 15q11.2 region in induced pluripotent stem cells derived from a patient with Prader–Willi syndrome. Congenit Anom (Kyoto). 2017;57(4):96–103.
Nazor KL, Altun G, Lynch C, Tran H, Harness JV, Slavin I, et al. Recurrent variations in DNA methylation in human pluripotent stem cells and their differentiated derivatives. Cell Stem Cell. 2012;10(5):620–34.
Gabory A, Ripoche M-A, Le Digarcher A, Watrin F, Ziyyat A, Forné T, et al. H19 acts as a trans regulator of the imprinted gene network controlling growth in mice. Development. 2009;136(20):3413–21.
Monnier P, Martinet C, Pontis J, Stancheva I, Ait-Si-Ali S, Dandolo L. H19 lncRNA controls gene expression of the imprinted gene network by recruiting MBD1. Proc Natl Acad Sci USA. 2013;110(51):20693–8.
Patten MM, Cowley M, Oakey RJ, Feil R. Regulatory links between imprinted genes: evolutionary predictions and consequences. Proc Biol Sci. 2016;283(1824):20152760.
Stelzer Y, Sagi I, Yanuka O, Eiges R, Benvenisty N. The noncoding RNA IPW regulates the imprinted DLK1-DIO3 locus in an induced pluripotent stem cell model of Prader–Willi syndrome. Nat Genet. 2014;46(6):551–7.
Whipple AJ, Breton-Provencher V, Jacobs HN, Chitta UK, Sur M, Sharp PA. Imprinted maternally expressed microRNAs antagonize paternally driven gene programs in neurons. Mol Cell. 2020;78(1):85-95.e8.
Stadtfeld M, Apostolou E, Ferrari F, Choi J, Walsh RM, Chen T, et al. Ascorbic acid prevents loss of Dlk1-Dio3 imprinting and facilitates generation of all-iPS cell mice from terminally differentiated B cells. Nat Genet. 2012;44(4):398–405.
Arez M, Eckersley-Maslin M, Klobucar T, von Gilsa LJ, Krueger F, Mupo A, et al. Imprinting fidelity in mouse iPSCs depends on sex of donor cell and medium formulation. Nat Commun. 2022;13:5432.
Yoshida Y, Takahashi K, Okita K, Ichisaka T, Yamanaka S. Hypoxia enhances the generation of induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 2009;5(3):237–41.
Gaignerie A, Lefort N, Rousselle M, Forest-Choquet V, Flippe L, Francois-Campion V, et al. Urine-derived cells provide a readily accessible cell type for feeder-free mRNA reprogramming. Sci Rep. 2018;8(1):14363.
Yamashita A, Morioka M, Yahara Y, Okada M, Kobayashi T, Kuriyama S, et al. Generation of scaffoldless hyaline cartilaginous tissue from human iPSCs. Stem Cell Rep. 2015;4(3):404–18.
Jeziorowska D, Fontaine V, Jouve C, Villard E, Dussaud S, Akbar D, et al. Differential sarcomere and electrophysiological maturation of human iPSC-derived cardiac myocytes in monolayer vs. aggregation-based differentiation protocols. Int J Mol Sci. 2017;18(6). https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5485997/. Cited 11 Jan 2021.
Fontaine V, Duboscq-Bidot L, Jouve C, Hamlin M, Curjol A, Briand V, et al. Generation of iPSC line from MYH7 R403L mutation carrier with severe hypertrophic cardiomyopathy and isogenic CRISPR/Cas9 corrected control. Stem Cell Res. 2021;52:102245.
Gaston V, Le Bouc Y, Soupre V, Burglen L, Donadieu J, Oro H, et al. Analysis of the methylation status of the KCNQ1OT and H19 genes in leukocyte DNA for the diagnosis and prognosis of Beckwith-Wiedemann syndrome. Eur J Hum Genet. 2001;9(6):409–18.
Miller SA, Dykes DD, Polesky HF. A simple salting out procedure for extracting DNA from human nucleated cells. Nucleic Acids Res. 1988;16(3):1215.