Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Ứng dụng lâu dài của bộ điều chỉnh quang sinh học dựa trên kênh kali trong hồi hải mã chuột khỏe mạnh và bị động kinh
Tóm tắt
Các công cụ quang sinh học cho phép thao tác chính xác hoạt động của neuron thông qua các protein nhạy sáng được mã hóa gen. Các chất ức chế quang sinh học hiện có không phù hợp cho việc sử dụng lâu dài do dòng photocurrent ngắn, nóng mô và những thay đổi không mong muốn trong phân bố ion, điều này có thể ảnh hưởng đến sinh lý bình thường của neuron. Để vượt qua những hạn chế này, một kênh kali dựa trên quang sinh học mới, được gọi là PACK, đã được phát triển gần đây. Công cụ PACK có hai thành phần: một cyclase adenylyl hoạt hóa bằng ánh sáng từ Beggiatoa (bPAC) và một kênh kali phụ thuộc cAMP, SthK, mang lại dòng kali lớn và lâu dài trong tế bào động vật có vú. Trước đó, đã được chứng minh rằng việc kích hoạt bộ ức chế PACK bằng những xung sáng ngắn dẫn đến giảm đáng kể hoạt động phát xung của neuron trong nhiều bối cảnh thí nghiệm in vitro và in vivo cấp tính. Tại đây, chúng tôi đã xem xét khả năng thực hiện các nghiên cứu dài hạn trong in vivo bằng cách quan sát tác động ức chế và tác dụng phụ của PACK và các thành phần của nó trên chuột đực khỏe mạnh và bị động kinh. Chúng tôi nhắm mục tiêu vào các tế bào hình chóp ở vùng hồi hải mã cornu ammonis (CA1) sử dụng vector virus và cho phép ánh sáng chiếu vào những neuron này thông qua một sợi quang được cấy ghép. Ghi chép điện thế trường địa phương (LFP) từ CA1 của chuột di chuyển tự do cho thấy hoạt động neuron giảm đáng kể trong suốt 50 phút chiếu sáng ngắt quãng (0,1 Hz), đặc biệt là trong dải tần số gamma. Ngược lại, sự biểu hiện PACK ở chuột khỏe mạnh gây ra dị hóa thần kinh mãn tính, sự phân tán của các tế bào hình chóp và co giật tổng quát. Những tác dụng phụ này không phụ thuộc vào ứng dụng ánh sáng và cũng có mặt trong chuột biểu hiện bPAC mà không có kênh kali. Kích hoạt ánh sáng bPAC một mình đã làm tăng hoạt động neuron, có thể thông qua tín hiệu cAMP được tăng cường. Hơn nữa, chúng tôi đã áp dụng bPAC và PACK ở hồi hải mã đối bên của chuột bị động kinh mãn tính sau khi tiêm kainate vào một bên hồi hải mã. Một cách bất ngờ, sự biểu hiện của bPAC ở khu vực CA1 đối bên đã đủ để ngăn chặn sự lan rộng của hoạt động động kinh tự phát từ điểm phát hiện co giật sang hồi hải mã đối bên. Nghiên cứu của chúng tôi làm nổi bật công cụ PACK như một chất ức chế quang sinh học mạnh mẽ trong in vivo. Tuy nhiên, cần thiết phải tinh chỉnh thêm miền nhạy sáng của nó để tránh những thay đổi sinh lý không mong muốn.
Từ khóa
#quang sinh học #kênh kali #PACK #hồi hải mã #tế bào hình chóp #động kinhTài liệu tham khảo
Wiegert JS, Mahn M, Prigge M, Printz Y, Yizhar O. Silencing neurons: tools, applications, and experimental constraints. Neuron. 2017;95(3):504–29. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2017.06.050.
Owen SF, Liu MH, Kreitzer AC. Thermal constraints on in vivo optogenetic manipulations. Nat Neurosci. 22(7):1061–5. https://doi.org/10.1038/s41593-019-0422-3.
Raimondo JV, Kay L, Ellender TJ, Akerman CJ. Optogenetic silencing strategies differ in their effects on inhibitory synaptic transmission. Nat Neurosci. 2012;15(8):1102–4. https://doi.org/10.1038/nn.3143.
Alfonsa H, Merricks EM, Codadu NK, Cunningham MO, Deisseroth K, Racca C, et al. The contribution of raised intraneuronal chloride to epileptic network activity. J Neurosci. 2015;35(20):7715–26. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.4105-14.2015.
Sørensen AT, Ledri M, Melis M, Ledri LN, Andersson M, Kokaia M. Altered chloride homeostasis decreases the action potential threshold and increases hyperexcitability in hippocampal neurons. eNeuro. 2017;4(6):ENEURO.0172-17.2017. https://doi.org/10.1523/ENEURO.0172-17.2017.
Banghart M, Borges K, Isacoff E, Trauner D, Kramer RH. Light-activated ion channels for remote control of neuronal firing. Nat Neurosci. 2004;7(12):1381–6. https://doi.org/10.1038/nn1356.
Janovjak H, Szobota S, Wyart C, Trauner D, Isacoff EY. A light-gated, potassium-selective glutamate receptor for the optical inhibition of neuronal firing. Nat Neurosci. 2010;13(8):1027–32. https://doi.org/10.1038/nn.2589.
Kang JY, Kawaguchi D, Coin I, Xiang Z, O’Leary DDM, Slesinger PA, et al. In vivo expression of a light-activatable potassium channel using unnatural amino acids. Neuron. 2013;80(2):358–70. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2013.08.016.
Cosentino C, Alberio L, Gazzarrini S, Aquila M, Romano E, Cermenati S, et al. Optogenetics. Engineering of a light-gated potassium channel. Science. 2015;348(6235):707–10. https://doi.org/10.1126/science.aaa2787.
Beck S, Yu-Strzelczyk J, Pauls D, Constantin OM, Gee CE, Ehmann N, et al. Synthetic light-activated ion channels for optogenetic activation and inhibition. Front Neurosci. 2018;12:643. https://doi.org/10.3389/fnins.2018.00643.
Bernal Sierra YA, Rost BR, Pofahl M, Fernandes AM, Kopton RA, Moser S, et al. Potassium channel-based optogenetic silencing. Nat Commun. 2018;9(1):4611. https://doi.org/10.1038/s41467-018-07038-8.
Stierl M, Stumpf P, Udwari D, Gueta R, Hagedorn R, Losi A, et al. Light modulation of cellular cAMP by a small bacterial photoactivated adenylyl cyclase, bPAC, of the soil bacterium Beggiatoa. J Biol Chem. 2011;286(2):1181–8. https://doi.org/10.1074/jbc.M110.185496.
Brams M, Kusch J, Spurny R, Benndorf K, Ulens C. Family of prokaryote cyclic nucleotide-modulated ion channels. Proc Natl Acad Sci USA. 2014;111(21):7855–60. https://doi.org/10.1073/pnas.1401917111.
Engel J Jr. Mesial temporal lobe epilepsy: what have we learned. Neuroscientist. 2001;7(4):340–52. https://doi.org/10.1177/107385840100700410.
Kwan P, Sander JW. The natural history of epilepsy: an epidemioloqical view. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 2004;75(10):1376–81. https://doi.org/10.1136/jnnp.2004.045690.
Gloor P, Salanova V, Olivier A, Quesney LF. The human dorsal hippocampal commissure: an anatomically identifiable and functional pathway. Brain. 1993;116(5):1249–73. https://doi.org/10.1093/brain/116.5.1249.
Popovic L, Vojvodic N, Ristic AJ, Bascarevic V, Sokic D, Kostic VS. Ictal dystonia and secondary generalization in temporal lobe seizures: a video-EEG study. Epilepsy Behav. 2012;25(4):501–4. https://doi.org/10.1016/j.yebeh.2012.07.008.
Mintzer S, Cendes F, Soss J, Andermann F, Engel J, Dubeau F, et al. Unilateral hippocampal sclerosis with contralateral temporal scalp ictal onset. Epilepsia. 2004;45(7):792–802. https://doi.org/10.1111/j.0013-9580.2004.35703.x.
Meier R, Häussler U, Aertsen A, Deransart C, Depaulis A, Egert U. Short-term changes in bilateral hippocampal coherence precede epileptiform events. Neuroimage. 2007;38(1):138–49. https://doi.org/10.1016/j.neuroimage.2007.07.016.
Paschen E, Elgueta C, Heining K, Vieira DM, Kleis P, Orcinha C, et al. Hippocampal low-frequency stimulation prevents seizure generation in a mouse model of mesial temporal lobe epilepsy. Elife. 2020;9:e54518. https://doi.org/10.7554/eLife.54518.
Bouilleret V, Ridoux V, Depaulis A, Marescaux C, Nehlig A, Le Gal La Salle G. Recurrent seizures and hippocampal sclerosis following intrahippocampal kainate injection in adult mice: electroencephalography, histopathology and synaptic reorganization similar to mesial temporal lobe epilepsy. Neuroscience. 1999;89(3):717–29. https://doi.org/10.1016/S0306-4522(98)00401-1.
Riban V, Bouilleret V, Pham-Lê BT, Fritschy JM, Marescaux C, Depaulis A. Evolution of hippocampal epileptic activity during the development of hippocampal sclerosis in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Neuroscience. 2002;112(1):1–1. https://doi.org/10.1016/S0306-4522(02)00064-7.
Janz P, Savanthrapadian S, Häussler U, Kilias A, Nestel S, Kretz O, et al. Synaptic remodeling of entorhinal input contributes to an aberrant hippocampal network in temporal lobe epilepsy. Cereb Cortex. 2017;27(3):2348–64. https://doi.org/10.1093/cercor/bhw093.
Janz P, Hauser P, Heining K, Nestel S, Kirsch M, Egert U, et al. Position- and time-dependent arc expression links neuronal activity to synaptic plasticity during epileptogenesis. Front Cell Neurosci. 2018;12:244. https://doi.org/10.3389/fncel.2018.00244.
Buzsáki G, Buhl DL, Harris KD, Csicsvari J, Czéh B, Morozov A. Hippocampal network patterns of activity in the mouse. Neuroscience. 2003;116(1):201–11. https://doi.org/10.1016/S0306-4522(02)00669-3.
Colgin LL. Rhythms of the hippocampal network. Nat Rev Neurosci. 2016;17(4):239–49. https://doi.org/10.1038/nrn.2016.21.
Rangel LM, Rueckemann JW, Riviere PD, Keefe KR, Porter BS, Heimbuch IS, et al. Rhythmic coordination of hippocampal neurons during associative memory processing. Elife. 2016;5:e09849. https://doi.org/10.7554/eLife.09849.
Weisskopf MG, Castillo PE, Zalutsky RA, Nicoll RA. Mediation of hippocampal mossy fiber long-term potentiation by cyclic AMP. Science. 1994;265(5180):1878–82. https://doi.org/10.1126/science.7916482.
Huang YY, Li XC, Kandel ER. cAMP contributes to mossy fiber LTP by initiating both a covalently mediated early phase and macromolecular synthesis-dependent late phase. Cell. 1994;79(1):69–79. https://doi.org/10.1016/0092-8674(94)90401-4.
Gruart A, Benito E, Delgado-García JM, Barco A. Enhanced cAMP response element-binding protein activity increases neuronal excitability, hippocampal long-term potentiation, and classical eyeblink conditioning in alert behaving mice. J Neurosci. 2012;32(48):17431–41. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.4339-12.2012.
Fukaya R, Maglione M, Sigrist SJ, Sakaba T. Rapid Ca2+ channel accumulation contributes to cAMP-mediated increase in transmission at hippocampal mossy fiber synapses. Proc Natl Acad Sci U S A. 2021;118(9):e2016754118. https://doi.org/10.1073/pnas.2016754118.
Cabib S, Algeri S, Perego C, Puglisi-Allegra S. Behavioral and biochemical changes monitored in two inbred strains of mice during exploration of an unfamiliar environment. Physiol Behav. 1990;47(4):749–53. https://doi.org/10.1016/0031-9384(90)90089-M.
Hinman JR, Penley SC, Long LL, Escabí MA, Chrobak JJ. Septotemporal variation in dynamics of theta: speed and habituation. J Neurophysiol. 2011;105(6):2675–86. https://doi.org/10.1152/jn.00837.2010.
Twele F, Schidlitzki A, Töllner K, Löscher W. The intrahippocampal kainate mouse model of mesial temporal lobe epilepsy: lack of electrographic seizure-like events in sham controls. Epilepsia Open. 2017;2(2):180–7. https://doi.org/10.1002/epi4.12044.
Racine RJ. Modification of seizure activity by electrical stimulation. II. Motor seizure. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 1972;32(3):281–94. https://doi.org/10.1016/0013-4694(72)90177-0.
Heining K, Kilias A, Janz P, Häussler U, Kumar A, Haas CA, et al. Bursts with high and low load of epileptiform spikes show context-dependent correlations in epileptic mice. eNeuro. 2019;6(5): ENEURO.0299-18.2019.https://doi.org/10.1523/ENEURO.0299-18.2019.
Mattis J, Tye KM, Ferenczi EA, Ramakrishnan C, O’Shea DJ, Prakash R, et al. Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins. Nat Methods. 2012;9(2):159–72. https://doi.org/10.1038/nmeth.1808.
Tukker JJ, Fuentealba P, Hartwich K, Somogyi P, Klausberger T. Cell type-specific tuning of hippocampal interneuron firing during gamma oscillations in vivo. J Neurosci. 2007;27(31):8184–9. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.1685-07.2007.
Antonoudiou P, Tan YL, Kontou G, Louise Upton A, Mann EO. Parvalbumin and somatostatin interneurons contribute to the generation of hippocampal gamma oscillations. J Neurosci. 2020;40(40):7668–87. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.0261-20.2020.
Gridchyn I, Schoenenberger P, O’neill J, Csicsvari J. Optogenetic inhibition-mediated activity-dependent modification of CA1 pyramidal-interneuron connections during behavior. Elife. 2020;9:e61106.
Hangya B, Borhegyi Z, Szilágyi N, Freund TF, Varga V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 2009;29(25):8094–102. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.5665-08.2009.
Fuhrmann F, Justus D, Sosulina L, Kaneko H, Beutel T, Friedrichs D, et al. Locomotion, theta oscillations, and the speed-correlated firing of hippocampal neurons are controlled by a medial septal glutamatergic circuit. Neuron. 2015;86(5):1253–64. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2015.05.001.
Müller C, Remy S. Septo – hippocampal interaction. Cell Tissue Res. 2018;373(3):565–75. https://doi.org/10.1007/s00441-017-2745-2.
Nguyen PV, Woo NH. Regulation of hippocampal synaptic plasticity by cyclic AMP-dependent protein kinases. Prog Neurobiol. 2003;71(6):401–37. https://doi.org/10.1016/j.pneurobio.2003.12.003.
Cheng X, Ji Z, Tsalkova T, Mei F. Epac and PKA: a tale of two intracellular cAMP receptors. Acta Biochim Biophys Sin (Shanghai). 2008;40(7):651–62. https://doi.org/10.1111/j.1745-7270.2008.00438.x.
Antoni FA. New paradigms in cAMP signalling. Mol Cell Endocrinol. 2012;353(1-2):3–9. https://doi.org/10.1016/j.mce.2011.10.034.
Hansen KF, Sakamoto K, Pelz C, Impey S, Obrietan K. Profiling status epilepticus-induced changes in hippocampal RNA expression using high-throughput RNA sequencing. Sci Rep. 2014;4(1):6930. https://doi.org/10.1038/srep06930.
Choi YS, Lee B, Hansen KF, Aten S, Horning P, Wheaton KL, et al. Status epilepticus stimulates NDEL1 expression via the CREB/CRE pathway in the adult mouse brain. Neuroscience. 2016;331:1–12. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2016.06.010.
Conte G, Parras A, Alves M, Ollà I, De Diego-Garcia L, Beamer E, et al. High concordance between hippocampal transcriptome of the mouse intra-amygdala kainic acid model and human temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 2020;61(12):2795–810. https://doi.org/10.1111/epi.16714.
De Armentia ML, Jancic D, Olivares R, Alarcon JM, Kandel ER, Barco A. cAMP response element-binding protein-mediated gene expression increases the intrinsic excitability of CA1 pyramidal neurons. J Neurosci. 2007;27(50):13909–18. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.3850-07.2007.
Midorikawa M, Sakaba T. Kinetics of releasable synaptic vesicles and their plastic changes at hippocampal mossy fiber synapses. Neuron. 2017;96(5):1033–40.e3. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2017.10.016.
Vaden JH, Banumurthy G, Gusarevich ES, Overstreet-Wadiche L, Wadiche JI. The readily-releasable pool dynamically regulates multivesicular release. Elife. 2019;8:e47434. https://doi.org/10.7554/eLife.47434.
Oldani S, Moreno-Velasquez L, Faiss L, Stumpf A, Rosenmund C, Schmitz D, et al. SynaptoPAC, an optogenetic tool for induction of presynaptic plasticity. J Neurochem. 2021;156(3):324–36. https://doi.org/10.1111/jnc.15210.
Wozny C, Maier N, Fidzinski P, Breustedt J, Behr J, Schmitz D. Differential cAMP signaling at hippocampal output synapses. J Neurosci. 2008;28(53):14358–62. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.4973-08.2008.
Santoro B, Chen S, Lüthi A, Pavlidis P, Shumyatsky GP, Tibbs GR, et al. Molecular and functional heterogeneity of hyperpolarization-activated pacemaker channels in the mouse CNS. J Neurosci. 2000;20(14):5264–75. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.20-14-05264.2000.
Lörincz A, Notomi T, Tamás G, Shigemoto R, Nusser Z. Polarized and compartment-dependent distribution of HCN1 in pyramidal cell dendrites. Nat Neurosci. 2002;5(11):1185–93. https://doi.org/10.1038/nn962.
He C, Chen F, Li B, Hu Z. Neurophysiology of HCN channels: from cellular functions to multiple regulations. Prog Neurobiol. 2014;112:1–23. https://doi.org/10.1016/j.pneurobio.2013.10.001.
Nolan MF, Malleret G, Dudman JT, Buhl DL, Santoro B, Gibbs E, et al. A behavioral role for dendritic integration: HCN1 channels constrain spatial memory and plasticity at inputs to distal dendrites of CA1 pyramidal neurons. Cell. 2004;119(5):719–32. https://doi.org/10.1016/j.cell.2004.11.020.
Boulton CL, McCrohan CR, O’Shaughnessy CT. Cyclic AMP analogues increase excitability and enhance epileptiform activity in rat neocortex in vitro. Eur J Pharmacol. 1993;236(1):131–6. https://doi.org/10.1016/0014-2999(93)90235-A.
Sano M, Seto-Ohshima A, Mizutani A. Forskolin supresses seizures induced by pentylenetrazol in mice. Experientia. 1984;40(11):1270–1. https://doi.org/10.1007/BF01946669.
Bender RA, Soleymani SV, Brewster AL, Nguyen ST, Beck H, Mathern GW, et al. Enhanced expression of a specific hyperpolarization-activated cyclic nucleotide-gated cation channel (HCN) in surviving dentate gyrus granule cells of human and experimental epileptic hippocampus. J Neurosci. 2003;23(17):6826–36. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.23-17-06826.2003.
Lewis AS, Chetkovich DM. HCN channels in behavior and neurological disease: too hyper or not active enough? Mol Cell Neurosci. 2011;46(2):357–67. https://doi.org/10.1016/j.mcn.2010.11.007.
Noam Y, Bernard C, Baram TZ. Towards an integrated view of HCN channel role in epilepsy. Curr Opin Neurobiol. 2011;21(6):873–9. https://doi.org/10.1016/j.conb.2011.06.013.
Stegen M, Kirchheim F, Hanuschkin A, Staszewski O, Veh RW, Wolfart J. Adaptive intrinsic plasticity in human dentate gyrus granule cells during temporal lobe epilepsy. Cereb Cortex. 2012;22(9):2087–101. https://doi.org/10.1093/cercor/bhr294.
Yang S, Constantin OM, Sachidanandan D, Hofmann H, Kunz TC, Kozjak-Pavlovic V, et al. PACmn for improved optogenetic control of intracellular cAMP. BMC Biol. 2021;19(1):227. https://doi.org/10.1186/s12915-021-01151-9.
Stierl M, Penzkofer A, Kennis JTM, Hegemann P, Mathes T. Key residues for the light regulation of the blue light-activated adenylyl cyclase from Beggiatoa sp. Biochemistry. 2014;53(31):5121–30. https://doi.org/10.1021/bi500479v.
Scheib U, Broser M, Constantin OM, Yang S, Gao S, Mukherjee S, et al. Rhodopsin-cyclases for photocontrol of cGMP/cAMP and 2.3 Å structure of the adenylyl cyclase domain. Nat Commun. 2018;9(1):2046. https://doi.org/10.1038/s41467-018-04428-w.
Henß T, Nagpal J, Gao S, Scheib U, Pieragnolo A, Hirschhäuser A, et al. Optogenetic tools for manipulation of cyclic nucleotides functionally coupled to cyclic nucleotide-gated channels. Br J Pharmacol. 2021. https://doi.org/10.1111/bph.15445.
Feng G, Mellor RH, Bernstein M, Keller-Peck C, Nguyen QT, Wallace M, et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 2000;28(1):41–51. https://doi.org/10.1016/S0896-6273(00)00084-2.
Heinrich C, Nitta N, Flubacher A, Müller M, Fahrner A, Kirsch M, et al. Reelin deficiency and displacement of mature neurons, but not neurogenesis, underlie the formation of granule cell dispersion in the epileptic hippocampus. J Neurosci. 2006;26(17):4701–13. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.5516-05.2006.
Haussler U, Bielefeld L, Froriep UP, Wolfart J, Haas CA. Septotemporal position in the hippocampal formation determines epileptic and neurogenic activity in temporal lobe epilepsy. Cereb Cortex. 2012;22(1):26–36. https://doi.org/10.1093/cercor/bhr054.
Tulke S, Haas CA, Häussler U. Expression of brain-derived neurotrophic factor and structural plasticity in the dentate gyrus and CA2 region correlate with epileptiform activity. Epilepsia. 2019;60(6):1234–47. https://doi.org/10.1111/epi.15540.
Mahn M, Prigge M, Ron S, Levy R, Yizhar O. Biophysical constraints of optogenetic inhibition at presynaptic terminals. Nat Neurosci. 2016;19(4):554–6. https://doi.org/10.1038/nn.4266.
Esteller R, Echauz J, Tcheng T. Comparison of line length feature before and after brain electrical stimulation in epileptic patients. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2004:4710–3. https://doi.org/10.1109/IEMBS.2004.1404304.
Heining K. Code for detecting and classifying epileptiform activity (EA). Zenodo. https://zenodo.org/record/4110614 (2020).