Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Độ nhạy với bức xạ của vi khuẩn Listeria monocytogenes và L. innocua ở trạng thái tự do và liên kết sinh học dưới ảnh hưởng của nhiệt độ hình thành màng sinh học
Tóm tắt
Vi khuẩn gây bệnh cho người Listeria monocytogenes hình thành các màng sinh học có khả năng tương đối kháng với các biện pháp khử trùng hóa chất. Bức xạ ion hóa có hiệu quả trong việc vô hiệu hóa vi khuẩn Listeria ở trạng thái tự do, nhưng chưa có thông tin về độ hiệu quả tương đối của quá trình này đối với các tế bào Listeria liên kết sinh học. Độ nhạy với bức xạ của tế bào trạng thái tự do hoặc tế bào màng sinh học đã được xác định cho L. monocytogenes ATCC 43256 và ATCC 49594 cùng với một chủng giả định thường được sử dụng là Listeria innocua ATCC 51742. Các màng sinh học được hình thành trên các phiến kính vô trùng được ủ trong 48 giờ ở 22°C, 28°C hoặc 37°C. Các mẫu văn hóa được chiếu xạ gamma và giá trị D10 của bức xạ đã được tính toán cho từng sự kết hợp của chủng/văn hóa/nhiệt độ. Ảnh hưởng của nhiệt độ nuôi cấy lên độ nhạy với bức xạ của cả tế bào trạng thái tự do và tế bào màng sinh học khác nhau cho mỗi chủng. Tùy thuộc vào chủng và nhiệt độ, các tế bào màng sinh học có độ nhạy bằng hoặc nhạy hơn (P < 0.05) so với bức xạ. Các giá trị D10 nhìn chung có xu hướng tăng với nhiệt độ nuôi cấy cho L. monocytogenes 49594 và L. innocua 51742, nhưng lại có xu hướng giảm khi nhiệt độ tăng đối với L. monocytogenes 43256. Các giá trị D10 của các sự kết hợp văn hóa/nhiệt độ khác nhau có sự khác biệt đáng kể giữa các chủng được nghiên cứu. Bức xạ có hiệu quả trong việc loại bỏ cả tế bào trạng thái tự do và tế bào liên kết sinh học. Mức độ mà môi trường màng sinh học làm thay đổi hiệu quả kháng khuẩn của bức xạ phụ thuộc vào chủng cụ thể được xem xét và nhiệt độ mà nó hình thành. Nghiên cứu này là cuộc điều tra đầu tiên cho thấy rằng các tế bào Listeria trong màng sinh học có độ nhạy với bức xạ tương đương hoặc nhạy hơn so với tế bào tự do và rằng phản ứng này phụ thuộc vào điều kiện hình thành màng sinh.
Từ khóa
#Listeria monocytogenes #Listeria innocua #màng sinh học #bức xạ gamma #độ nhạy với bức xạ #khử trùngTài liệu tham khảo
Ayebah, B., Hung, Y.-C., Kim, C., & Frank, J. F. (2006). Efficacy of electrolyzed water in the inactivation of planktonic and biofilm Listeria monocytogenes in the presence of organic matter. Journal of Food Protection, 69, 2143–2150.
Clavero, M. R. S., Monk, J. D., Beuchat, L. R., Doyle, M. P., & Brackett, R. E. (1994). Inactivation of Escherichia coli O157:H7, salmonellae, and Campylobacter jejuni in raw ground beef by gamma irradiation. Applied and Environmental Microbiology, 60, 2069–2075.
Davies, D. (2003). Understanding biofilm resistance to antibacterial agents. Nature Reviews, 2, 114–122.
de Beer, D., Srinivasan, R., & Stewart, P. S. (1994). Direct measurement of chlorine penetration into biofilms during disinfection. Applied and Environmental Microbiology, 60, 4339–4344.
Dhir, V. K., & Todd, C. E. R. (1995). Susceptibility of suspended and surface-attached Salmonella enteritidis to biocides and elevated temperatures. Applied and Environmental Microbiology, 61, 1731–1738.
Frank, J., & Koffi, R. (1990). Surface-adherence growth of Listeria monocytogenes is associated with increased resistance to surface sanitizers and heat. Journal of Food Protection, 53, 550–554.
Grant, I. R., & Patterson, M. F. (1992). Sensitivity of foodborne pathogens to irradiation in the components of a chilled ready meal. Food Microbiology, 9, 95–103.
Joseph, B., Otta, S. K., & Karunasagar, I. (2001). Biofilm formation by Salmonella spp. on food contact surfaces and their sensitivity to sanitizers. International Journal of Food Microbiology, 64, 367–372.
Lagace, L., Jaques, M., Mafu, A. A., & Roy, D. (2006). Biofilm formation and biocides sensitivity of Pseudomonas marginalis isolated from a maple sap collection system. Journal of Food Protection, 69, 2411–2416.
Luppens, S. B. I., Reij, M. W., van der Heijden, R. W. L., Rombouts, F. M., & Abee, T. (2002). Development of a standard test to assess the resistance of Staphylococcus aureus biofilm cells to disinfectants. Applied and Environmental Microbiology, 68, 4194–4200.
McLean, R. J. C., Bates, C. L., Barnes, M. B., McGowin, C. L., & Aron, G. M. (2004). Methods of studying biofilms. In M. Ghannoum, & G. A. O’Toole (Eds.), Microbial biofilms (pp. 379–413). Washington, D.C.: ASM.
Morris, C. E., Monier, J.-M., & Jaques, M.-A. (1997). Methods for observing microbial biofilms directly on leaf surfaces and recovering them for isolation of culturable microorganisms. Applied and Environmental Microbiology, 63, 1570–1576.
Niemira, B. A. (2003). Irradiation of fresh and minimally processed fruits, vegetables and juices. In J. S. Novak, G. M. Sapers, & V. K. Juneja (Eds.), The microbial safety of minimally processed foods (pp. 279–300). Boca Raton, FL: CRC.
Niemira, B. A. (2007). Irradiation sensitivity of planktonic and biofilm-associated Escherichia coli O157:H7 isolates is influenced by culture conditions. Applied and Environmental Microbiology, 73, 3239–3244.
Niemira, B. A., & Solomon, E. B. (2005). Sensitivity of planktonic and biofilm-associated Salmonella to ionizing radiation. Applied and Environmental Microbiology, 71, 2732–2736.
Niemira, B. A., Sommers, C. H., & Fan, X. (2002). Suspending lettuce type influences recoverability and radiation sensitivity of Escherichia coli O157:H7. Journal of Food Protection, 65, 1388–1393.
Norwood, D. E., & Gilmour, A. (2000). The growth and resistance to sodium hypochlorite of Listeria monocytogenes in a steady-state multispecies biofilm. Journal of Applied Microbiology, 88, 512–520.
Rajkowski, K. T., & Thayer, D. W. (2000). Reduction of Salmonella spp. and strains of Escherichia coli O157:H7 by gamma radiation of inoculated sprouts. Journal of Food Protection, 63, 871–875.
Reisner, A., Krogfelt, K. A., Klein, B. M., Zechner, E. L., & Molin, S. (2006). In vitro biofilm formation of commensal and pathogenic Escherichia coli strains: Impact of environmental and genetic factors. Journal Bacteriology, 188, 3572–3581.
Ryu, J.-H., & Beuchat, L. R. (2005). Biofilm formation by Escherichia coli O157:H7 on stainless steel: effect of exopolysaccharide and curli production on its resistance to chlorine. Applied and Environmental Microbiology, 71, 247–254.
Somers, E. B., Schoeni, J. L., & Wong, A. C. L. (1994). Effect of trisodium phosphate on biofilm and planktonic cells of Campylobacter jejuni, Escherichia coli O157:H7, Listeria monocytogenes and Salmonella typhimurium. International Journal of Food Microbiology, 22, 269–276.
Sommers, C. H. (2003). Irradiation of minimally processed meats. In J. S. Novak, G. M. Sapers, & V. K. Juneja (Eds.), The microbial safety of minimally processed foods (pp. 301–318). Boca Raton, FL: CRC.
Sommers, C. H., & Boyd, G. (2006). Radiation sensitivity and post-irradiation growth of foodborne pathogens on a ready-to-eat frankfurter on a roll product in the presence of modified atmosphere and antimicrobials. Journal of Food Protection, 69, 2436–2440.
Starkey, M., Gray, K. A., Chang, S. I., & Parsek, M. R. (2004). A sticky business: The extracellular polymeric substance matrix of bacterial biofilms. In M. Ghannoum, & G. A. O’Toole (Eds.), Microbial biofilms (pp. 174–191). Washington, D.C.: ASM.
Stewart, P. S., Rayner, J., Roe, F., & Rees, W. M. (2001). Biofilm penetration and disinfection efficacy of alkaline hypochlorite and chlorsulfamates. Journal of Applied Microbiology, 91, 525–532.
Thayer, D. W., Boyd, G., Muller, W. S., Lipson, C. A., Hayne, W. C., & Baer, S. H. (1990). Radiation resistance of Salmonella. Journal of Industrial Microbiology, 5, 387–390.