Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sự ức chế sự khác biệt thành tế bào mỡ của myostatin được giảm nhẹ bởi việc bổ sung arginine trong các tế bào gốc trung mô lấy từ cơ lợn
Tóm tắt
Tế bào gốc trung mô từ lợn trong cơ sau sinh đã được chứng minh là có khả năng phân hóa thành các tế bào mỡ. Điều này làm tăng số lượng tế bào mỡ và tích tụ lipid, và được cho là nguồn gốc của mỡ nội cơ. Trong nghiên cứu này, các ảnh hưởng của myostatin và arginine đối với sự phân hóa thành tế bào mỡ trong các tế bào gốc trung mô lấy từ cơ lợn (pMDSCs) đã được điều tra in vitro. Mức độ triglycerid nội bào giảm bởi myostatin ngoại sinh và tăng lên khi bổ sung arginine hoặc kháng thể myostatin (P<0.01). Sự ức chế của myostatin đối với sự tích tụ lipid trong pMDSCs đã được giảm nhẹ nhờ việc bổ sung arginine (P<0.01). Các mẫu biểu hiện của các yếu tố phiên mã adipogenic cho thấy myostatin ngoại sinh ức chế biểu hiện PPARγ2 và aP2 (P<0.01), trong khi arginine bổ sung hoặc kháng thể myostatin thúc đẩy biểu hiện ADD1 (P<0.01). Hơn nữa, so với việc thêm riêng lẻ protein myostatin hoặc kháng thể, biểu hiện ADD1 và PPARδ đã được thúc đẩy bởi sự kết hợp của arginine và myostatin (P<0.01), và arginine kết hợp với kháng thể myostatin đã thúc đẩy biểu hiện của ADD1, PPARδ, C/EBPα, PPARγ2 và LPL trong pMDSCs (P<0.05). Những kết quả này cho thấy rằng myostatin ức chế sự hình thành tế bào mỡ ở pMDSCs, và điều này có thể được giảm nhẹ bởi việc bổ sung arginine, ít nhất ở một phần, thông qua việc thúc đẩy biểu hiện của ADD1 và PPARδ.
Từ khóa
#myostatin #arginine #tế bào gốc trung mô #phân hóa tế bào mỡ #mỡ nội cơTài liệu tham khảo
Schwab C R, Baas T J, Stalder K J, et al. Deposition rates and accretion patterns of intramuscular fat, loin muscle area, and backfat of Duroc pigs sired by boars from two time periods. J Anim Sci, 2007, 85: 1540–1546
Schwab C R, Mote B E, Du Z Q, et al. An evaluation of four candidate genes for use in selection programs aimed at increased intramuscular fat in Duroc swine. J Anim Breed Genet, 2009, 126: 228–236
Cordero G, Isabel B, Menoyo D, et al. Dietary CLA alters intramuscular fat and fatty acid composition of pig skeletal muscle and subcutaneous adipose tissue. Meat Sci, 2010, 85: 235–239
Yada E, Yamanouchi K, Nishihara M. Adipogenic potential of satellite cells from distinct skeletal muscle origins in the rat. J Vet Med Sci, 2006, 68: 479–486
Scarda A, Franzin C, Milan G, et al. Increased adipogenic conversion of muscle satellite cells in obese Zucker rats. Int J Obes (Lond), 2010, 34: 1319–1327
De Coppi P, Milan G, Scarda A, et al. Rosiglitazone modifies the adipogenic potential of human muscle satellite cells. Diabetologia, 2006, 49 1962–1973
Asakura A, Komaki M, Rudnicki M. Muscle satellite cells are multipotential stem cells that exhibit myogenic, osteogenic, and adipogenic differentiation. Differentiation, 2001, 68: 245–253
Vettor R, Milan G, Franzin C, et al. The origin of intermuscular adipose tissue and its pathophysiological implications. Am J Physiol Endocrinol Metab, 2009, 297: 987–998
Novak S, Moore H S, Paradis F, et al. Temporal candidate gene expression patterns in the sow placenta during early gestation and the effect of maternal L-arginine supplementation. Soc Reprod Fertil Suppl, 2009, 66: 201–202
Geng M, Li T, Kong X, et al. Reduced expression of intestinal N-acetylglutamate synthase in suckling piglets: a novel molecular mechanism for arginine as a nutritionally essential amino acid for neonates. Amino Acids, 2010, 40: 1513–1522
Wu G, Knabe D A, Kim S W. Arginine nutrition in neonatal pigs. J Nutr, 2004, 134: 2783S–2790S
Tan B, Yin Y, Liu Z, et al. Dietary L-arginine supplementation increases muscle gain and reduces body fat mass in growing-finishing pigs. Amino Acids, 2009, 37: 169–175
McPherron A C, Lawler A M, Lee S J. Regulation of skeletal muscle mass in mice by a new TGF-beta superfamily member. Nature, 1997, 387: 83–90
McPherron A C, Lee S J. Double muscling in cattle due to mutations in the myostatin gene. Proc Natl Acad Sci USA, 1997, 94: 12457–12461
Artaza J N, Bhasin S, Magee T R, et al. Myostatin inhibits myogenesis and promotes adipogenesis in 10T (1/2) mesenchymal multi-potent cells. Endocrinology, 2005, 146: 3547–3557
Feldman B J, Streeper R S, Farese R V, et al. Myostatin modulates adipogenesis to generate adipocytes with favorable metabolic effects. Proc Natl Acad Sci USA, 2006, 103: 15675–15680
Guo W, Flanagan J, Jasuja R, et al. The effects of myostatin on adipogenic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells are mediated through cross-communication between Smad3 and Wnt/beta-catenin signaling pathways. J Biol Chem, 2008, 283: 9136–9145
Sheyn D, Pelled G, Zilberman Y, et al. Nonvirally engineered porcine adipose tissue-derived stem cells: use in posterior spinal fusion. Stem Cells, 2008, 26: 1056–1064
Guillot P V, Gotherstrom C, Chana J, et al. Human first-trimester fetal MSC express pluripotency markers and grow faster and have longer telomeres than adult MSC. Stem cells, 2007, 25: 646–654
Baksh D, Yao R, Tuan R S. Comparison of proliferative and multilineage differentiation potential of human mesenchymal stem cells derived from umbilical cord and bone marrow. Stem cells, 2007, 25: 1384–1392
Vandesompele J, De Preter K, Pattyn F, et al. Accurate normalization of real-time quantitative RT-PCR data by geometric averaging of multiple internal control genes. Genome Biol, 2002, 3: 1–12
Baksh D, Song L, Tuan R S. Adult mesenchymal stem cells: characterization, differentiation, and application in cell and gene therapy. J Cell Mol Med, 2004, 8: 301–316
McKay R. Stem cells in the central nervous system. Science, 1997, 276: 66–71
Gang E J, Bosnakovski D, Figueiredo C A, et al. SSEA-4 identifies mesenchymal stem cells from bone marrow. Blood, 2007, 109: 1743–1751
Case J, Horvath T L, Ballas C B, et al. In vitro clonal analysis of murine pluripotent stem cells isolated from skeletal muscle and adipose stromal cells. Exp Hematol, 2008, 36: 224–234
Niemela S M, Miettinen S, Konttinen Y, et al. Fat tissue: views on reconstruction and exploitation. J Craniofac Surg, 2007, 18: 325–335
McPherron A C, Lee S J. Suppression of body fat accumulation in myostatin-deficient mice. J Clin Invest, 2002, 109: 595–601
Hirai S, Matsumoto H, Hino N, et al. Myostatin inhibits differentiation of bovine preadipocyte. Domest Anim Endocrin, 2007, 32: 1–14
Grimaldi P A. The roles of PPARs in adipocyte differentiation. Prog Lipid Res, 2001, 40: 269–281
Tong Q, Dalgin G, Xu H, et al. Function of GATA transcription factors in preadipocyte-adipocyte transition. Science, 2000, 290: 134–138
Tong Q, Tsai J, Hotamisligil G S. GATA transcription factors and fat cell formation. Drug News Perspect, 2003, 16: 585–588
Tsai J, Tong Q, Tan G, et al. The transcription factor GATA2 regulates differentiation of brown adipocytes. EMBO Rep, 2005, 6: 879–884
Jobgen W, Fu W J, Gao H, et al. High fat feeding and dietary L-arginine supplementation differentially regulate gene expression in rat white adipose tissue. Amino Acids, 2009, 37: 187–198