Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phân tích hình ảnh để tự động phân loại hình thái của các nhúm Orobanche cumana trên rễ cây hướng dương
Tóm tắt
Cây ký sinh Orobanche cumana là một trong những mối đe dọa lớn nhất đối với cây trồng hướng dương ở châu Âu. Các giống hướng dương kháng bệnh đã được phát triển, nhưng các chủng O. cumana mới đã tiến hóa và vượt qua các gen kháng bệnh đã được đưa vào, dẫn đến nhu cầu tái diễn cho các phương pháp kháng bệnh mới. Việc sàng lọc tính kháng cần phải phân loại hàng ngàn cây hướng dương với các chủng O. cumana khác nhau. Hầu hết các thí nghiệm phân loại đã được thực hiện trên các cánh đồng ở giai đoạn tương tác muộn, điều này đòi hỏi nhiều thời gian và không gian. Một phương pháp sàng lọc phân loại nhanh trong điều kiện kiểm soát sẽ cần ít không gian hơn và cho phép sàng lọc tính kháng của nhiều kiểu gen hướng dương. Nghiên cứu của chúng tôi đề xuất một công cụ phân loại cho sự tương tác giữa cây hướng dương và O. cumana dưới điều kiện kiểm soát thông qua phân tích hình ảnh cho việc phân tích nhúm broomrape ở các giai đoạn đầu của sự tương tác. Chúng tôi đã tối ưu hóa quá trình phân loại tương tác giữa cây hướng dương và O. cumana bằng cách sử dụng rhizotron (hộp Plexiglas trong suốt) trong một buồng tăng trưởng để kiểm soát điều kiện nuôi cấy và mẫu gây bệnh Orobanche. Chúng tôi đã sử dụng máy tính Raspberry Pi với camera picamera để thu thập hình ảnh của rễ cây hướng dương đã được nhiễm bệnh sau 3 tuần. Chúng tôi đã thiết lập một macro sử dụng phần mềm miễn phí ImageJ để tự động đếm số lượng nhúm. Công cụ phân loại này được đặt tên là RhizOSun. Chúng tôi đã đánh giá năm kiểu gen hướng dương nhiễm với hai chủng O. cumana và cho thấy rằng việc tự động đếm số lượng nhúm sử dụng RhizOSun có sự tương quan cao với việc đếm thủ công mất thời gian và có thể được sử dụng hiệu quả để sàng lọc các kiểu gen hướng dương ở giai đoạn nhúm. Phương pháp này là nhanh chóng, chính xác và chi phí thấp. Nó cho phép hình ảnh nhanh chóng của nhiều rhizotron theo thời gian, và cho phép theo dõi hình ảnh của tất cả dữ liệu với động lực thời gian. Điều này mở ra con đường cho việc tự động hóa phân loại trong rhizotron có thể được sử dụng cho các phân loại rễ khác, như các nốt cộng sinh trên cây họ đậu.
Từ khóa
#Orobanche cumana #cây hướng dương #phân loại hình thái tự động #RhizOSun #kỹ thuật phân tích hình ảnhTài liệu tham khảo
FAO. 2018. http://www.fao.org/faostat/en/#data/QC/visualize.
Louarn J, Boniface MC, Pouilly N, Velasco L, Perez-Vich B, Vincourt P. Munos S Sunflower Resistance to Broomrape (Orobanche cumana) is controlled by specific QTLs for different parasitism stages. Front Plant Sci. 2016. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.00590.
Ueno K, Furumoto T, Umeda S, Mizutani M, Takikawa H, Batchvarova R, Sugimoto Y. Heliolactone, a non-sesquiterpene lactone germination stimulant for root parasitic weeds from sunflower. Phytochemistry. 2014;108:122–8.
Joel DM, Chaudhuri SK, Plakhine D, Ziadna H, Steffens JC. Dehydrocostus lactone is exuded from sunflower roots and stimulates germination of the root parasite Orobanche cumana. Phytochemistry. 2011;72:624–34.
Vrânceanu AV, Tudor VA, Stoenescu FM, Pirvu N. Virulence groups of Orobanche cumana Wallr., differential hosts and resistance source genes in sunflower. In Proceedings of the 9th International Sunflower Conference, Torremolinos. Spain. 1980; Vol. 2, pp: 74–82.
Molinero-Ruiz L, Delavault P, Perez-Vich B, Pacureanu-Joita M, Bulos M, Altieri E, Dominguez J. History of the race structure of Orobanche cumana and the breeding of sunflower for resistance to this parasitic weed: a review. Span J Agric Res. 2015. https://doi.org/10.5424/sjar/2015134-8080.
Velasco L, Pérez-Vich B, Fernandez-Martinez JM. Research on resistance to sunflower broomrape: an integrated vision. OCL. 2016;23:D203.
Pérez-vich B, Akhtouch B, Knapp SJ, Leon AJ, Velasco L, Fernandez-Martinez JM, Berry ST. Quantitative trait loci for broomrape (Orobanche cumana Wallr.) resistance in sunflower. Theor Appl Genet. 2004;109:92–102.
Akhtouch B, del Moral L, Leon A, Velasco L, Fernandez-Martinez JM, Pérez-Vich B. Genetic study of recessive broomrape resistance in sunflower. Euphytica. 2016;209:419–28.
Imerovski I, Dimitrijevic A, Mladinovic D, Dedic B, Jocic S, Kocis N, Cvejic S. Mapping of a new gene for resistance to broomrape races higher than F. Euphytica. 2016;209:281–9.
Imerovski I, Dedic B, Cvejic S, Miladinovic D, Jocic S, Owens GL, Kocis Tubic N, Riesberg LH. BSA-seq mapping reveals major QTL for broomrape resistance in four sunflower lines. Mol Breed. 2019. https://doi.org/10.1007/s11032-019-0948-9.
Duriez P, Vautrin S, Auriac MC, Bazerque J, Boniface MC, Callot C, Carrere S, Cauet S, Chabaud M, Gentou F, Lopez-Sendon M, Paris C, Pegot-Espagnet P, Rousseaux JC, Perez-Vich B, Velasco L, Berges H, Piquemal J, Munos S. A receptor-like kinase enhances sunflower resistance to Orobanche cumana. Nat Plants. 2019;5:1211–5.
Martin-Sanz A, Pérez-Vich B, Rueda S, Fernandez-Martinez JM, Veloasco L. Characterization of post-haustorial resistance to sunflower broomrape. Crop Sci. 2019;60:1188–98.
Seiler GJ, Jan CC. Wild sunflower species as a genetic resource for resistance to sunflower broomrape (Orobanche cumana Wallr.). Helia. 2014;37:129–39.
Qiu F, Baack EJ, Whitney KD, Bock DG, Tetreault HM, Rieseberg LH, Ungerer MC. Phylogenetic trends and environmental correlates of nuclear genome size variation in Helianthus sunflowers. New Phytol. 2019;221:1609–18.
Hladni N, Jocic S, Miklic V, Skac Z, Skoric D. Assessment of quality of new Rf inbred lines resistant to broomrape race E (Orobanche cumana Wallr.) developed from H. deserticola by interspecific hybridization. Helia. 2010;33:155–64.
Velasco L, Pérez-Vich B, Yassein AAM, Jan CC, Fernandez-Martinez J. Inheritance of resistance to sunflower broomrape (Orobanche cumana Wallr.) in an interspecific cross between Helianthus annuus and Helianthus debisi subsp. Tardiflorus. Plant Breed. 2012;131:220–1.
Christov M. Contribution of interspecific hybridization to sunflower breeding. Helia. 2012;35:37–46.
Terzic S, Boniface MC, Marek L, Alvarez D, Baumann K, Gavrilova V, Joita-Pacureanu M, Sujatha M, Valkova D, Velasco L, Hulke BS, Jocic S, Langlade N, Muños S, Riesberg L, Seiler G, Vear F. Gene banks for wild and cultivated sunflower genetic resources. OCL. 2020;27:9.
Skoric D. Sunflower breeding for resistance to abiotic and biotic stresses. In: Abiotic and biotic stress in plants—recent advances and future perspectives. 2016; pp 585–635.
Ortiz-Bustos CM, Perez-Bueno ML, Baron M, Molinero-Ruiz L. Fluorescence imaging in the red and far-red region during growth of sunflower plantlets. Diagnosis of the early infection by the parasite Orobanche cumana. Front Plant Sci. 2016. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.00884.
Ortiz-Bustos CM, Perez-Bueno ML, Baron M, Molinero-Ruiz L. Use of blue-green fluorescence and thermal imaging in the early detection of sunflower infection by the root parasitic weed Orobanche cumana Wallr. Front Plant Sci. 2017. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.00833.
Cochavi A, Rapaport T, Gendler T, Karnieli A, Eizenberg H, Rachmilevitch S, Ephrath JE. Recognition of Orobanche cumana below-ground parasitism through physiological and hyper spectral measurements in sunflower (Helianthus annuus L.). Front Plant Sci. 2017. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.00909.
Lati RN, Filin S, Elnashef B, Eizenberg H. 3-D image-driven morphological crop analysis: a novel method for detection of sunflower broomrape initial subsoil parasitism. Sensors. 2019. https://doi.org/10.3390/s19071569.
Labrousse P, Arnaud MC, Serieys H, Berville A, Thalouarn P. Several mechanisms are involved in resistance of Helianthus to Orobanche cumana Wallr. Ann Bot. 2001;88:859–68.
Nagel KA, Putz A, Gilmer F, Heinz K, Fischbach A, Pfeifer J, Faget M, Blossfeld S, Ernst M, Dimaki C, Kastenholz B, Leinert A-K, Galinski A, Scharr H, Fiorani F, Schurr A. Growscreen-Rhizo is a novel phenotyping robot enabling simultaneous measurements of root and shoot growth for plants grown in soil-filled rhizotrons. Funct Plant Biol. 2012;39:891–904.
Nagel KA, Lenz H, Kastenhoz B, Gilmer F, Averesch A, Putz A, Heinz K, Fischbach A, Scharr H, Fiorani F, Walter A, Schurr U. The platform GrowScreen-Agar enables identification of phenotypc diversity in root and shoot growth traits of agar grown plants. Plant Methods. 2020;16:89.
Das A, Shcneider H, Burridge J, Martinez Ascanio AK, Wojciechowski T, Topp CN, Lynch JP, Weitz JS, Bucksch A. Digital imaging of root traits (DIRT): a high-throughput computing and collaboration platform for fiel-based root phenomics. Plant Methods. 2015;11:51.
Teramoto S, Takayasu S, Kitomu Y, Arai-Sanoh U, Tanbata T, Uga Y. High-throughput three-dimensional visualization of root system architecture of rice using X-ray computed tomography. Plant Methods. 2020;16:66.
Jeudy C, Adrian M, Baussard C, Bernard C, Bernaud E, Bourion V, Busset H, Cabrera-Bosquet L, Cointault F, Han S, Lamboeuf M, Moreau D, Pivato B, Prudent M, Trouvelot S, Truong HN, Vernoud V, Voisin AS, Wipf D, Salon C. Rhizotubes as a new tool for high throughput imaging of plant root development and architecture: test, comparison with port grown plants and validation. Plant Methods. 2016;12:31.
Valle B, Simmonneau T, Boulord R, Sourd F, Frisson T, Ryckewaert M, Hamard P, Brichet N, Dauzat M, Christophe A. PYM: a new, affordable, image-based method using a Raspberry Pi to phenotype plant leaf area in a wide diversity of environments. Plant Methods. 2017;13:98.
Minervini M, Giuffrida MV, Perata P, Tsaftaris SA. Phenotiki: an open software and hardware platform for affordable and easy image-based phenotyping of rosette-shaped plants. Plant J. 2017;90:204–16.
Dobrescu A, Scorza LCT, Tsaftaris SA, McCormick AJ. A “DO-It-Yourself” phenotyping system: measuring growth and morphology throughout the diel cycle in rosette shaped plants. Plant Methods. 2017;13:95.
Zhang M, Ma Y, Zhong W, Jia X, Wu D, Yu R, Ye X. N-P-K ratio affects exudation of germination stimulants and resistance of tobacco seedlings to broomrapes. Plant Growth Regul. 2015;76:281–8.
Eizenberg H, Plakhine D, Hershenhorn J, Kleifeld Y, Rubin B. Resistance to broomrape (Orobanche spp) in sunflower (Helianthus annuus L.) is temperature dependent. J Exp Bot. 2003;54:1305–11.
Labrousse P, Delmail D, Arnaud MC, Thalouarn P. Mineral nutrient concentration influences sunflower infection by broomrape (Orobanche cumana). Botany. 2010;88:839–49.
Dirk A, van Dijk J, Kootstra G, Kruijer W, de Ridder D. Machine learning in plant science and plant breeding. Science. 2021;24: 101890.
Jan CC, Fernandez-Martinez JM, Ruso J, Muñoz-Ruz J. Registration of four sunflower germplasms with resistance to Orobanche cumana race F. Crop Sci. 2002;42:2217–8.
Hewitt EJ. Sand and water culture methods in the study of plant nutrition. In: Technical communication no.22. 2nd ed. Rev. Commonwealth Agr. Bur., London; 1966.
Schneider CA, Rasband WS, Eliceiri KW. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 2012;9:671–5.