Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Xác định plasmid trong Escherichia coli liên quan đến gia cầm bằng cách sử dụng giải trình tự nanopore và Illumina
Tóm tắt
Escherichia coli gây bệnh ở gia cầm (APEC) là tác nhân gây ra bệnh colibacillosis ở gà, một bệnh có ảnh hưởng kinh tế đáng kể đến ngành chăn nuôi gia cầm. Các plasmid lớn được phát hiện trong APEC được biết là có liên quan đến sự đa dạng chủng loại cho khả năng gây bệnh và kháng thuốc, nhưng có thể còn nhiều plasmid khác không được phát hiện trong phân tích tiêu chuẩn. Trong nghiên cứu này, chúng tôi xác định tác động của các yếu tố giải trình tự và lắp ghép đến việc phát hiện plasmid trong một dự án giải trình tự toàn bộ bộ gen E. coli.
Việc lắp ghép lai (Illumina và Nanopore) kết hợp với việc chiết xuất DNA plasmid cho phép phát hiện số lượng plasmid lớn nhất trong E. coli, như được phát hiện bởi phần mềm MOB-suite. Tổng cộng, 79 plasmid đã được xác định trong 19 mẫu E. coli. Các lắp ghép lai cho thấy độ ổn định và nhất quán về chất lượng bất kể bộ giải trình tự được sử dụng hay có lọc các đọc dài hay không. Ngược lại, các lắp ghép chỉ sử dụng đọc dài có sự biến động cao hơn và bị ảnh hưởng bởi các tham số giải trình tự và lắp ghép. Việc chiết xuất DNA plasmid cho phép phát hiện những plasmid có kích thước vật lý nhỏ hơn, nhưng khi tính trung bình trên 19 mẫu thì không làm thay đổi đáng kể tổng số plasmid được phát hiện.
Lắp ghép lai có thể được sử dụng một cách đáng tin cậy để phát hiện plasmid trong E. coli, đặc biệt nếu các nhà nghiên cứu tập trung vào các plasmid lớn chứa các gen kháng thuốc và các yếu tố virulence. Nếu mục tiêu là phát hiện toàn diện tất cả các plasmid, đặc biệt nếu các vector kích thước nhỏ hơn được mong muốn cho các ứng dụng công nghệ sinh học, việc bổ sung chiết xuất DNA plasmid vào các lắp ghép lai là hợp lý. Giải trình tự đọc dài đủ để phát hiện nhiều plasmid trong E. coli, tuy nhiên, nó dễ mắc lỗi hơn khi mở rộng để phân tích một số lượng lớn các mẫu.
Từ khóa
#Escherichia coli #plasmid #giải trình tự #bệnh colibacillosis #kháng thuốcTài liệu tham khảo
Newman DM, Barbieri NL, de Oliveira AL, Willis D, Nolan LK, Logue CM. Characterizing avian pathogenic Escherichia coli (APEC) from colibacillosis cases, 2018. PeerJ. 2021;9: e11025. https://doi.org/10.7717/peerj.11025.
Guabiraba R, Schouler C. Avian colibacillosis: still many black holes. FEMS Microbiol Lett. 2015;362(15):fnv118. https://doi.org/10.1093/femsle/fnv118.
Mageiros L, Méric G, Bayliss SC, Pensar J, Pascoe B, Mourkas E, Calland JK, Yahara K, Murray S, Wilkinson TS, Williams LK. Genome evolution and the emergence of pathogenicity in avian Escherichia coli. Nat Commun. 2021;12(1):765. https://doi.org/10.1038/s41467-021-20988-w.
Schouler C, Schaeffer B, Brée A, Mora A, Dahbi G, Biet F, Oswald E, Mainil J, Blanco J, Moulin-Schouleur M. Diagnostic strategy for identifying avian pathogenic Escherichia coli based on four patterns of virulence genes. J Clin Microbiol. 2012;50(5):1673–8. https://doi.org/10.1128/JCM.05057-11.
Delgado-Blas JF, Ovejero CM, David S, Montero N, Calero-Caceres W, Garcillan-Barcia MP, de la Cruz F, Muniesa M, Aanensen DM, Gonzalez-Zorn B. Population genomics and antimicrobial resistance dynamics of Escherichia coli in wastewater and river environments. Commun Biology. 2021;4(1):457. https://doi.org/10.1038/s42003-021-01949-x.
Johnson TJ, Siek KE, Johnson SJ, Nolan LK. DNA sequence of a ColV plasmid and prevalence of selected plasmid-encoded virulence genes among avian Escherichia coli strains. J Bacteriol. 2006;188(2):745–58. https://doi.org/10.1128/JB.188.2.745-758.2006.
Mellata M, Ameiss K, Mo H, Curtiss R III. Characterization of the contribution to virulence of three large plasmids of avian pathogenic Escherichia coli χ7122 (O78: K80: H9). Infect Immun. 2010;78(4):1528–41. https://doi.org/10.1128/IAI.00981-09.
Skyberg JA, Siek KE, Doetkott C, Nolan LK. Biofilm formation by avian Escherichia coli in relation to media, source and phylogeny. J Appl Microbiol. 2007;102(2):548–54. https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.2006.03076.x.
Ogura Y, Ooka T, Iguchi A, Toh H, Asadulghani M, Oshima K, Kodama T, Abe H, Nakayama K, Kurokawa K, Tobe T. Comparative genomics reveal the mechanism of the parallel evolution of O157 and non-O157 enterohemorrhagic Escherichia coli. Proc Natl Acad Sci. 2009;106(42):17939–44. https://doi.org/10.1073/pnas.0903585106.
Phan MD, Kidgell C, Nair S, Holt KE, Turner AK, Hinds J, Butcher P, Cooke FJ, Thomson NR, Titball R, Bhutta ZA. Variation in Salmonella enterica serovar typhi IncHI1 plasmids during the global spread of resistant typhoid fever. Antimicrob Agents Chemother. 2009;53(2):716–27. https://doi.org/10.1128/AAC.00645-08.
Thomas CM, Summers D. Bacterial plasmids. ELS. 2008;1:240–50. https://doi.org/10.1002/9780470015902.a0029193.
Gillings MR, Stokes HW. Are humans increasing bacterial evolvability? Trends Ecol Evol. 2012;27(6):346–52. https://doi.org/10.1016/j.tree.2012.02.006.
Heuer H, Smalla K. Plasmids foster diversification and adaptation of bacterial populations in soil. FEMS Microbiol Rev. 2012;36(6):1083–104. https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.2012.00337.x.
Thakur S, Gray GC. The mandate for a global “one health” approach to antimicrobial resistance surveillance. Am J Trop Med Hyg. 2019;100(2):227. https://doi.org/10.4269/ajtmh.18-0973.
De Maio N, Shaw LP, Hubbard A, George S, Sanderson ND, Swann J, Wick R, AbuOun M, Stubberfield E, Hoosdally SJ, Crook DW. Comparison of long-read sequencing technologies in the hybrid assembly of complex bacterial genomes. Microb Genomics. 2019;5(9). https://doi.org/10.1099/mgen.0.000294.
Sereika M, Kirkegaard RH, Karst SM, Michaelsen TY, Sørensen EA, Wollenberg RD, Albertsen M. Oxford Nanopore R10. 4 long-read sequencing enables near-perfect bacterial genomes from pure cultures and metagenomes without short-read or reference polishing. Microbiology. 2021. https://doi.org/10.1101/2021.10.27.466057.
Berbers B, Saltykova A, Garcia-Graells C, Philipp P, Arella F, Marchal K, Winand R, Vanneste K, Roosens NH, De Keersmaecker SC. Combining short and long read sequencing to characterize antimicrobial resistance genes on plasmids applied to an unauthorized genetically modified Bacillus. Sci Rep. 2020;10(1):1–3. https://doi.org/10.1038/s41598-020-61158-0.
McArthur AG, Tsang KK. Antimicrobial resistance surveillance in the genomic age. Ann N Y Acad Sci. 2017;1388(1):78–91. https://doi.org/10.1111/nyas.13289.
Wick RR, Judd LM, Gorrie CL, Holt KE. Unicycler: resolving bacterial genome assemblies from short and long sequencing reads. PLoS Comput Biol. 2017;13(6): e1005595. https://doi.org/10.1371/journal.pcbi.1005595.
Wick RR, Holt KE, Zimin A, Salzberg SL, Hopkins J, Vaser R. Benchmarking of long-read assemblers for prokaryote whole genome sequencing. F1000Res. 8:2138. https://doi.org/10.12688/f1000research.21782.1.
Robertson J, Nash JH. MOB-suite: software tools for clustering, reconstruction and typing of plasmids from draft assemblies. Microbial genomics. 2018;4(8). .https://doi.org/10.1099/mgen.0.000206
Gurevich A, Saveliev V, Vyahhi N, Tesler G. QUAST: quality assessment tool for genome assemblies. Bioinformatics. 2013;29(8):1072–5. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btt086.
Sanderson H, Nnajide CR, McCarthy MC, Singh R, Rubin JE, Dillon JA, White AP. Hybrid genome assemblies of 245 avian and broiler barn environment-associated Escherichia coli strains isolated from Saskatchewan Broiler Farms. Microbiol Resour Announc. 2023;12(5):e00110-00123.
Khezri A, Avershina E, Ahmad R. Hybrid assembly provides improved resolution of plasmids, antimicrobial resistance genes, and virulence factors in Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae clinical isolates. Microorganisms. 2021;9(12): 2560. https://doi.org/10.3390/microorganisms9122560.
Johnson TJ. Role of plasmids in the ecology and evolution of “High-Risk” extraintestinal pathogenic Escherichia coli clones. EcoSal Plus. 2021;9(2):eESP-0013. https://doi.org/10.1128/ecosalplus.ESP-0013-2020.
Doetkott DM, Nolan LK, Giddings CW, Berryhill DL. Large plasmids of avian Escherichia coli isolates. Avian Dis. 1996;1:927–30. https://doi.org/10.2307/1592319.
Olsen RH, Christensen H, Bisgaard M. Comparative genomics of multiple plasmids from APEC associated with clonal outbreaks demonstrates major similarities and identifies several potential vaccine-targets. Vet Microbiol. 2012;158(3–4):384–93. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2012.03.008.
Mellata M, Maddux JT, Nam T, Thomson N, Hauser H, Stevens MP, Mukhopadhyay S, Sarker S, Crabbe A, Nickerson CA, Santander J, Curtiss R. New insights into the bacterial fitness-associated mechanisms revealed by the characterization of large plasmids of an avian pathogenic E. Coli. PLoS One. 2012;7(1): e29481. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0029481.
George S, Pankhurst L, Hubbard A, Votintseva A, Stoesser N, Sheppard AE, Mathers A, Norris R, Navickaite I, Eaton C, Iqbal Z, Crook DW, Phan HTT. Resolving plasmid structures in Enterobacteriaceae using the MinION nanopore sequencer: assessment of MinION and MinION/Illumina hybrid data assembly approaches. Microb Genom. 2017;3(8):e000118. https://doi.org/10.1099/mgen.0.000118.
Ferreira GN, Monteiro GA, Prazeres DM, Cabral JM. Downstream processing of plasmid DNA for gene therapy and DNA vaccine applications. Trends Biotechnol. 2000;18(9):380–8. https://doi.org/10.1016/S0167-7799(00)01475-X.
Shareck J, Choi Y, Lee B, Miguez CB. Cloning vectors based on cryptic plasmids isolated from lactic acid bacteria: their characteristics and potential applications in biotechnology. Crit Rev Biotechnol. 2004;24(4):155–208. https://doi.org/10.1080/07388550490904288.
Prazeres DM, Monteiro GA. Plasmid biopharmaceuticals. Plasmids: Biology and impact in biotechnology and discovery. 2015:669-88. https://doi.org/10.1128/9781555818982.ch34.
Wick RR, Judd LM, Wyres KL, Holt KE. Recovery of small plasmid sequences via Oxford Nanopore sequencing. Microb Genomics. 2021;7(8). https://doi.org/10.1099/mgen.0.000631.
Johnson TJ, Nolan LK. Pathogenomics of the virulence plasmids of Escherichia coli. Microbiol Mol Biol Rev. 2009;73(4):750–74. https://doi.org/10.1128/MMBR.00015-09.
Papoušková A, Čížek A. A complex approach to a complex problem: the use of whole-genome sequencing in monitoring avian-pathogenic Escherichia coli–a review. Acta Vet Brno. 2020;89(3):273–82. https://doi.org/10.2754/avb202089030273.
Tyson GH, McDermott PF, Li C, Chen Y, Tadesse DA, Mukherjee S, Bodeis-Jones S, Kabera C, Gaines SA, Loneragan GH, Edrington TS. WGS accurately predicts antimicrobial resistance in Escherichia coli. J Antimicrob Chemother. 2015;70(10):2763–9. https://doi.org/10.1093/jac/dkv186.
Sanderson H, Gray KL, Manuele A, Maguire F, Khan A, Liu C, Navanekere Rudrappa C, Nash JH, Robertson J, Bessonov K, Oloni M. Exploring the mobilome and resistome of Enterococcus faecium in a one health context across two continents. Microb Genomics. 2022. https://doi.org/10.1099/mgen.0.000880.
Yin D, Cheng B, Yang K, Xue M, Lin Y, Li Z, Song X, Shao Y, Tu J, Li P, Qi K. Complete genetic analysis of plasmids carrying mcr-1 and other resistance genes in avian pathogenic Escherichia coli isolates from diseased chickens in Anhui province in China. Msphere. 2021;6(2):e01135-01120.
Li R, Xie M, Lv J, Wai-Chi Chan E, Chen S. Complete genetic analysis of plasmids carrying mcr-1 and other resistance genes in an Escherichia coli isolate of animal origin. J Antimicrob Chemother. 2017;72(3):696–9. https://doi.org/10.1093/jac/dkw509.
Vaughn RH, Osborne JT, Wedding GT, Tabachnick J, Beisel CG, Braxton T. The utilization of citrate by Escherichia coli. J Bacteriol. 1950;60(2):119–27.
Chen S, Zhou Y, Chen Y, Gu J. Fastp: an ultra-fast all-in-one FASTQ preprocessor. Bioinformatics. 2018;34(17):i884-890. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/bty560.
Andrews S, Krueger F, Segonds-Pichon A, Biggins L, Krueger C, Wingett S. FastQC. A quality control tool for high throughput sequence data. Babraham Institute; 2010;370.
Low AJ, Koziol AG, Manninger PA, Blais B, Carrillo CD. ConFindr: rapid detection of intraspecies and cross-species contamination in bacterial whole-genome sequence data. PeerJ. 2019;7: e6995. https://doi.org/10.7717/peerj.6995.
Oxford Nanopore Technologies. 2021. MinKNOW. https://github.com/nanoporetech/minknow_api.
Oxford Nanopore Technologies. 2020. https://github.com/nanoporetech/pyguppyclient.
De Coster W, D’hert S, Schultz DT, Cruts M, Van Broeckhoven C. NanoPack: visualizing and processing long-read sequencing data. Bioinformatics. 2018;34(15):2666–9. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/bty149.
Kolmogorov M, Yuan J, Lin Y, Pevzner PA. Assembly of long, error-prone reads using repeat graphs. Nat Biotechnol. 2019;37(5):540–6. https://doi.org/10.1038/s41587-019-0072-8.
Walker BJ, Abeel T, Shea T, Priest M, Abouelliel A, Sakthikumar S, Cuomo CA, Zeng Q, Wortman J, Young SK, Earl AM. Pilon: an integrated tool for comprehensive microbial variant detection and genome assembly improvement. PLoS One. 2014;9(11): e112963. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0112963.
Waters NR, Abram F, Brennan F, Holmes A, Pritchard L. Easy phylotyping of Escherichia coli via the EzClermont web app and command-line tool. Access Microbiol. 2020;2(9). https://doi.org/10.1099/acmi.0.000143.
Koren S, Walenz BP, Berlin K, Miller JR, Bergman NH, Phillippy AM. Canu: scalable and accurate long-read assembly via adaptive k-mer weighting and repeat separation. Genome Res. 2017;27(5):722–36. https://doi.org/10.1101/gr.215087.116.
Rombel IT, Sykes KF, Rayner S, Johnston SA. ORF-FINDER: a vector for high-throughput gene identification. Gene. 2002;282(1–2):33–41. https://doi.org/10.1016/S0378-1119(01)00819-8.