Nhận diện các hợp chất đánh dấu phân biệt giữa mô callus phôi sinh và mô callus không phôi sinh ở thực vật bậc cao bằng cách sử dụng phân tích khí pyrolysis sắc ký khối lượng và lập trình di truyền

Springer Science and Business Media LLC - Tập 11 - Trang 38-42 - 2006
Suk Weon Kim1, Sung Hee Ban1, Ook Joon Yoo2, Jang Ryol Liu1
1Laboratory of Plant Cell Biotechnology and Laboratory of Plant Genomics Services, Korea Research Institute of Bioscience and Biotechnology (KRIBB), Daejeon, Korea
2Department of Biological Science, Korea Advanced Institute of Science and Technology, Daejeon, Korea

Tóm tắt

Khi các tế bào nguyên vẹn được phân tích bằng khí pyrolysis sắc ký khối lượng (Py-GC/MS), các hồ sơ sinh hóa thu được chứa các tín hiệu chồng chéo của hầu hết các hợp chất. Để xác định các hợp chất đánh dấu phân biệt mô callus phôi sinh và không phôi sinh, các mẫu mô callus phôi sinh và không phôi sinh của năm loài thực vật bậc cao đã được đưa ra phân tích Py-GC/MS. Lập trình di truyền của dữ liệu Py-GC/MS đã có thể phân biệt được mô callus phôi sinh với mô callus không phôi sinh. Tỷ lệ nội dung của 5-methyl-2-furancarboxaldehyde và 5-(hydroxymethyl)-2-furancarboxaldehyde cao hơn ở mô callus không phôi sinh so với mô callus phôi sinh. Tuy nhiên, tỷ lệ nội dung của phenol, p-cresol, và 1H-indole trong mô callus phôi sinh cao hơn từ 1.2 đến 2.4 lần so với tỷ lệ trong mô callus không phôi sinh. Những sản phẩm này dường như được nguồn gốc từ các thành phần của màng tế bào, điều này gợi ý rằng sự khác biệt trong các thành phần của màng tế bào hoặc sự thay đổi trong cấu trúc của màng tế bào đóng vai trò quan trọng trong việc xác định khả năng phôi sinh của các mô callus.

Từ khóa

#Py-GC/MS #mô callus phôi sinh #mô callus không phôi sinh #hợp chất đánh dấu #lập trình di truyền #thực vật bậc cao

Tài liệu tham khảo

Komamine, A., R. Kawahara, M. Matsumoto, S. Sunabori, T. Toya, A. Fujiwara, M. Tsukahara, J. Smith, M. Ito, H. Fukuda, K. Nomura, and T. Fujimura (1991) Mechanism of somatic embryogenesis in cell cultures: Physiology, biochemistry and molecular biology.In Vitro Cell. Dev. Biol. 28: 11–14. Bajaj, S. and M. V. Rajam (1996) Polyamine accumulation and near loss of morphogenesis in long-term callus cultures of rice (Restoration of plant regeneration by manipulation of cellular polyamine levels).Plant Physiol. 112: 1343–1348. Saare-Surminski, K., W. Preil, J. P. Knox, and R. Lieberei (2000) Arabinogalactan proteins in embryogenic and non-embryogenic callus cultures ofEuphorbia pulcherrima.Physiol. Plant. 108: 180–187. Hahne, G. and H. Lörz (1988) Embryogenic and callus specific proteins in somatic embryogenesis of the grass,Dactylis glomerata.Plant Sci. 55: 267–279. Kim, S. W. and J. R. Liu (1999) Somatic embryogenesis and plant regeneration in zygotic embryo cultures of balloon flower.Plant Cell Tissue Organ Cult, 58: 227–230. Kim, S. W., D. S. In, P. S. Choi, and J. R. Liu (2004) Plant regeneration from immature zygotic embryoderived embryogenic calluses and cell suspension cultures ofCatharanthus roseus.Plant Cell Tissue Organ Cult. 76: 131–135. Kim, S. W., M. K. Park, and J. R. Liu (1996) High frequency plant regenerationvia somatic embryogenesis in cell suspension cultures of coriander (Coriandrum sativum L.).Plant Cell Rep. 15: 751–753. Lee, H. S., S. W. Kim, K. W. Lee, and J. R. Liu (1995) Plant regeneration from transformed somatic embryoderived protoplasts in Korean sinseng (Panax ginseng) and the mitotic stability of the transgene through ontogeny.Kor. J. Plant Tiss. Cult. 20: 345–350. Murashige, T. and F. Skoog (1962) A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures.Physiol. Plant. 15: 473–497. Banzhaf, W., P. Nordin, R. Keller, and F. Francone (1998)Genetic Programming—An Introduction. Academic Press, San Francisco, CA, USA. Jansen, M. A. K., R. E. van den Noort, M. Y. A. Tan, E. Prinsen, L. M. Lagrimini, and R. N. F. Thorneley (2001) Phenol-oxidizing peroxidases contribute to the protection of plants from ultraviolet radiation stress.Plant Physiol. 126: 1012–1023. Morrison, W. H. and D. D. Archibald (1998) Analysis of graded flax fiber and yarn by pyrolysis mass spectrometry and pyrolysis gas chromatography mass spectrometry.J. Agric. Food Chem. 46: 1870–1876. Fry, S. C. (1986) Cross-linking of matrix polymers in the growing cell walls of angiosperms.Annu. Rev. Plant Physiol. 37: 165–186. Kawaoka, A., E. Matsunaga, S. Endo, S. Kondo, K. Yoshida, A. Shinmyo, and H. Ebinuma (2003) Ectopic expression of a horseradish peroxidase enhances growth rate and increases oxidative stress resistance in hybrid aspen.Plant Physiol. 132: 1177–1185. Alemanno, L., T. Ramos, A. Gargadenec, C. Andary, and N. Ferriere (2003) Localization and identification of phenolic compounds inTheobroma cacao L. somatic embryogenesis.Ann. Bot. 92: 613–623. Hrubcova, M., M. Cvikrova, and J. Eder (1994) Peroxidase activities and contents of phenolic acids in embryogenic and nonembryogenic alfalfa cell suspension cultures.Biol. Plant. 36: 175–182. Cho, J. S., J. Y. Kim, I. H. Kim, and D. I. Kim (2005) Effects of polysaccharide elicitors on the production of decursinol angelate inAngelica gigas Nakai root cultures.Biotechnol. Bioprocess Eng. 8: 158–161. Park, Y. G., S. J. Kim, H. Y. Jung, Y. M. Kang, S. M. Kang, D. T. Prasad, S. W. Kim, and M. S. Choi (2004) Variation of ginkgolides and bilobalide contents in leaves and cell cultures ofGinkgo biloba L.Biotechnol. Bioprocess Eng. 9: 35–40. Park, Y. G., S. J. Kim, Y. M. Kang, H. Y. Jung, D. T. Prasad, S. W. Kim, Y. G. Chung, and M. S. Choi (2004) Production of ginkgolides and bilobalide from optimized theGinkgo biloba cell culture,Biotechnol. Bioprocess Eng. 9: 41–46.