Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Xác định các dấu hiệu ALP+/CD73+ cho tiềm năng tạo xương được nâng cao trong các tế bào trung mô nguồn gốc mỡ ở người bằng phương pháp phân tích tế bào khối lượng
Tóm tắt
Sự tiến bộ ấn tượng trong lĩnh vực nghiên cứu tế bào gốc trong vài thập kỷ qua đã tạo ra nền tảng cho sự phát triển của liệu pháp dựa trên tế bào. Các tế bào trung mô stroma lấy từ mô mỡ (AD-MSCs) đại diện cho một nguồn khả thi cho sự phát triển của các liệu pháp dựa trên tế bào. Tuy nhiên, sự không đồng nhất và khả năng phân hóa biến thiên của AD-MSCs phụ thuộc vào thành phần tế bào và thể hiện một hạn chế mạnh mẽ cho việc sử dụng chúng trong các ứng dụng điều trị. Để hiểu rõ hơn về thành phần tế bào của các chế phẩm MSC, việc phân tích AD-MSCs ở cấp độ tế bào đơn là rất cần thiết. Những tiến bộ gần đây trong công nghệ tế bào đơn đã mở ra con đường cho các phép đo sinh học có độ phân giải cao, nhiều chiều và thông suốt. Chúng tôi đã sử dụng công nghệ phân tích tế bào khối lượng (CyTOF) để khám phá thành phần tế bào của 17 mẫu AD-MSCs người, điều tra 31 dấu hiệu ở cấp độ tế bào đơn. Thành phần tiểu bào của AD-MSCs đã được nghiên cứu ở trạng thái nguyên thủy của chúng cũng như trong quá trình cam kết tạo xương, thông qua các phương pháp giảm chiều không có giám sát, cũng như các phương pháp học biểu diễn có giám sát. Nghiên cứu này cho thấy sự không đồng nhất và biến thiên cao trong thành phần tiểu bào của AD-MSCs khi tách biệt và nuôi cấy kéo dài. Việc xác định theo thuật toán các phân nhóm nổi lên trong quá trình phân hóa tạo xương của AD-MSCs cho phép xác định một phân nhóm tế bào ALP+/CD73+ với khả năng phân hóa tạo xương được nâng cao. Chúng tôi có thể chứng minh trong ống nghiệm rằng phân nhóm ALP+/CD73+ được phân loại cho thấy tiềm năng tạo xương tăng cường và hơn nữa là cần thiết cho sự cam kết dòng tế bào tạo xương. Cuối cùng, chúng tôi cho thấy rằng phân nhóm này có mặt trong các phần dịch mạch trung mô nguồn gốc từ mỡ người được cách ly tươi và có thể cuối cùng được sử dụng cho các liệu pháp tế bào. Dữ liệu thu được cho thấy, ở mức độ tế bào đơn, sự không đồng nhất của AD-MSCs từ nhiều người cho và làm nổi bật cách mà thành phần tế bào ảnh hưởng đến khả năng phân hóa tạo xương. Sự kết hợp dấu hiệu (ALP/CD73) không chỉ có thể được sử dụng để đánh giá tiềm năng phân hóa của các chế phẩm AD-MSC chưa phân hóa, mà còn có thể được sử dụng để làm giàu tiềm năng của AD-MSCs từ phần dịch mạch của mô mỡ người cho các ứng dụng điều trị.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Bigham AS, Dehghani SN, Shafiei Z, Torabi Nezhad S. Xenogenic demineralized bone matrix and fresh autogenous cortical bone effects on experimental bone healing: radiological, histopathological and biomechanical evaluation. J Orthop Traumatol. 2008;9:73–80. https://doi.org/10.1007/s10195-008-0006-6.
Ikada Y. Challenges in tissue engineering. J R Soc Interface. 2006;3:589–601. https://doi.org/10.1098/rsif.2006.0124.
Dai R, Wang Z, Samanipour R, Koo KI, Kim K. Adipose-derived stem cells for tissue engineering and regenerative medicine applications. Stem Cells Int. 2016;2016:6737345. https://doi.org/10.1155/2016/6737345.
da Silva Meirelles L, Chagastelles PC, Nardi NB. Mesenchymal stem cells reside in virtually all post-natal organs and tissues. J Cell Sci. 2006;119:2204–13. https://doi.org/10.1242/jcs.02932.
Ntege EH, Sunami H, Shimizu Y. Advances in regenerative therapy: a review of the literature and future directions. Regen Ther. 2020;14:136–53. https://doi.org/10.1016/j.reth.2020.01.004.
Gao S, et al. Proliferation of ASC-derived endothelial cells in a 3D electrospun mesh: impact of bone-biomimetic nanocomposite and co-culture with ASC-derived osteoblasts. Injury. 2014;45:974–80. https://doi.org/10.1016/j.injury.2014.02.035.
Konig MA, et al. Direct transplantation of native pericytes from adipose tissue: a new perspective to stimulate healing in critical size bone defects. Cytotherapy. 2016;18:41–52. https://doi.org/10.1016/j.jcyt.2015.10.002.
Groninger O, et al. Directing stem cell commitment by amorphous calcium phosphate nanoparticles incorporated in PLGA: relevance of the free calcium ion concentration. Int J Mol Sci. 2020;21. https://doi.org/10.3390/ijms21072627.
Sordi MB, Cabral da Cruz AC, Aragones A, Rodriguez Cordeiro MM, de Souza Magini R. PLGA+HA/betaTCP scaffold incorporating simvastatin: a promising biomaterial for bone tissue engineering. J Oral Implantol. 2020. https://doi.org/10.1563/aaid-joi-D-19-00148.
De Luca A, et al. Improvement of osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells on composite poly l-lactic acid/nano-hydroxyapatite scaffolds for bone defect repair. J Biosci Bioeng. 2020;129:250–7. https://doi.org/10.1016/j.jbiosc.2019.08.001.
Kuznetsov SA, et al. Single-colony derived strains of human marrow stromal fibroblasts form bone after transplantation in vivo. J Bone Miner Res. 1997;12:1335–47. https://doi.org/10.1359/jbmr.1997.12.9.1335.
McLeod CM, Mauck RL. On the origin and impact of mesenchymal stem cell heterogeneity: new insights and emerging tools for single cell analysis. Eur Cell Mater. 2017;34:217–31. https://doi.org/10.22203/eCM.v034a14.
Post S, Abdallah BM, Bentzon JF, Kassem M. Demonstration of the presence of independent pre-osteoblastic and pre-adipocytic cell populations in bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Bone. 2008;43:32–9. https://doi.org/10.1016/j.bone.2008.03.011.
Selich A, et al. Massive clonal selection and transiently contributing clones during expansion of mesenchymal stem cell cultures revealed by lentiviral RGB-barcode technology. Stem Cells Transl Med. 2016;5:591–601. https://doi.org/10.5966/sctm.2015-0176.
Phinney DG, et al. Donor variation in the growth properties and osteogenic potential of human marrow stromal cells. J Cell Biochem. 1999;75:424–36.
Phinney DG. Functional heterogeneity of mesenchymal stem cells: implications for cell therapy. J Cell Biochem. 2012;113:2806–12. https://doi.org/10.1002/jcb.24166.
Friedenstein AJ, Chailakhjan RK, Lalykina KS. The development of fibroblast colonies in monolayer cultures of guinea-pig bone marrow and spleen cells. Cell Tissue Kinet. 1970;3:393–403.
Pittenger MF, et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science. 1999;284:143–7.
Kobolak J, Dinnyes A, Memic A, Khademhosseini A, Mobasheri A. Mesenchymal stem cells: identification, phenotypic characterization, biological properties and potential for regenerative medicine through biomaterial micro-engineering of their niche. Methods. 2016;99:62–8. https://doi.org/10.1016/j.ymeth.2015.09.016.
Dominici M, et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 2006;8:315–7. https://doi.org/10.1080/14653240600855905.
Dicker A, et al. Functional studies of mesenchymal stem cells derived from adult human adipose tissue. Exp Cell Res. 2005;308:283–90. https://doi.org/10.1016/j.yexcr.2005.04.029.
Festy F, et al. Surface protein expression between human adipose tissue-derived stromal cells and mature adipocytes. Histochem Cell Biol. 2005;124:113–21. https://doi.org/10.1007/s00418-005-0014-z.
Gronthos S, et al. Surface protein characterization of human adipose tissue-derived stromal cells. J Cell Physiol. 2001;189:54–63. https://doi.org/10.1002/jcp.1138.
Haniffa MA, et al. Adult human fibroblasts are potent immunoregulatory cells and functionally equivalent to mesenchymal stem cells. J Immunol. 2007;179:1595–604. https://doi.org/10.4049/jimmunol.179.3.1595.
Mitchell JB, et al. Immunophenotype of human adipose-derived cells: temporal changes in stromal-associated and stem cell-associated markers. Stem Cells. 2006;24:376–85. https://doi.org/10.1634/stemcells.2005-0234.
Varma MJ, et al. Phenotypical and functional characterization of freshly isolated adipose tissue-derived stem cells. Stem Cells Dev. 2007;16:91–104. https://doi.org/10.1089/scd.2006.0026.
Wagner W, et al. Comparative characteristics of mesenchymal stem cells from human bone marrow, adipose tissue, and umbilical cord blood. Exp Hematol. 2005;33:1402–16. https://doi.org/10.1016/j.exphem.2005.07.003.
Yoshimura K, et al. Characterization of freshly isolated and cultured cells derived from the fatty and fluid portions of liposuction aspirates. J Cell Physiol. 2006;208:64–76. https://doi.org/10.1002/jcp.20636.
Yanez R, et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cells have in vivo immunosuppressive properties applicable for the control of the graft-versus-host disease. Stem Cells. 2006;24:2582–91. https://doi.org/10.1634/stemcells.2006-0228.
Tapp H, Hanley EN Jr, Patt JC, Gruber HE. Adipose-derived stem cells: characterization and current application in orthopaedic tissue repair. Exp Biol Med (Maywood). 2009;234:1–9. https://doi.org/10.3181/0805/MR-170.
Zhu Y, et al. Adipose-derived stem cell: a better stem cell than BMSC. Cell Biochem Funct. 2008;26:664–75. https://doi.org/10.1002/cbf.1488.
Becht E, et al. Dimensionality reduction for visualizing single-cell data using UMAP. Nat Biotechnol. 2018. https://doi.org/10.1038/nbt.4314.
Arvaniti E, Claassen M. Sensitive detection of rare disease-associated cell subsets via representation learning. Nat Commun. 2017;8:14825. https://doi.org/10.1038/ncomms14825.
Zuk PA, et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 2001;7:211–28. https://doi.org/10.1089/107632701300062859.
Eggerschwiler B, Canepa DD, Pape HC, Casanova EA, Cinelli P. Automated digital image quantification of histological staining for the analysis of the trilineage differentiation potential of mesenchymal stem cells. Stem Cell Res Ther. 2019;10:69. https://doi.org/10.1186/s13287-019-1170-8.
Nassar AF, Ogura H, Wisnewski AV. Impact of recent innovations in the use of mass cytometry in support of drug development. Drug Discov Today. 2015;20:1169–75. https://doi.org/10.1016/j.drudis.2015.06.001.
Bendall SC, et al. Single-cell mass cytometry of differential immune and drug responses across a human hematopoietic continuum. Science. 2011;332:687–96. https://doi.org/10.1126/science.1198704.
Amir el AD, et al. viSNE enables visualization of high dimensional single-cell data and reveals phenotypic heterogeneity of leukemia. Nat Biotechnol. 2013;31:545–52. https://doi.org/10.1038/nbt.2594.
Ferrell PB Jr, et al. High-dimensional analysis of acute myeloid leukemia reveals phenotypic changes in persistent cells during induction therapy. PLoS One. 2016;11:e0153207. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0153207.
Hamers AAJ, et al. Human monocyte heterogeneity as revealed by high-dimensional mass cytometry. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2019;39:25–36. https://doi.org/10.1161/ATVBAHA.118.311022.
Galli E, et al. GM-CSF and CXCR4 define a T helper cell signature in multiple sclerosis. Nat Med. 2019;25:1290–300. https://doi.org/10.1038/s41591-019-0521-4.
van de Peppel J, et al. Identification of three early phases of cell-fate determination during osteogenic and adipogenic differentiation by transcription factor dynamics. Stem Cell Reports. 2017;8:947–60. https://doi.org/10.1016/j.stemcr.2017.02.018.
Huang AH, Farrell MJ, Mauck RL. Mechanics and mechanobiology of mesenchymal stem cell-based engineered cartilage. J Biomech. 2010;43:128–36. https://doi.org/10.1016/j.jbiomech.2009.09.018.
Wang J, Liao L, Wang S, Tan J. Cell therapy with autologous mesenchymal stem cells-how the disease process impacts clinical considerations. Cytotherapy. 2013;15:893–904. https://doi.org/10.1016/j.jcyt.2013.01.218.
D'Ippolito G, Schiller PC, Ricordi C, Roos BA, Howard GA. Age-related osteogenic potential of mesenchymal stromal stem cells from human vertebral bone marrow. J Bone Miner Res. 1999;14:1115–22. https://doi.org/10.1359/jbmr.1999.14.7.1115.
Katsara O, et al. Effects of donor age, gender, and in vitro cellular aging on the phenotypic, functional, and molecular characteristics of mouse bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 2011;20:1549–61. https://doi.org/10.1089/scd.2010.0280.
Stenderup K, Justesen J, Clausen C, Kassem M. Aging is associated with decreased maximal life span and accelerated senescence of bone marrow stromal cells. Bone. 2003;33:919–26.
Bradaschia-Correa V, et al. Ecto-5′-nucleotidase (CD73) regulates bone formation and remodeling during intramembranous bone repair in aging mice. Tissue Cell. 2017;49:545–51. https://doi.org/10.1016/j.tice.2017.07.001.
Feldbush TL, Lafrenz D. Alkaline phosphatase on activated B cells characterization of the expression of alkaline phosphatase on activated B cells. Kinetics and membrane anchor. J Immunol. 1991;147:3690–5.
Rohwedel J, Sehlmeyer U, Shan J, Meister A, Wobus AM. Primordial germ cell-derived mouse embryonic germ (EG) cells in vitro resemble undifferentiated stem cells with respect to differentiation capacity and cell cycle distribution. Cell Biol Int. 1996;20:579–87. https://doi.org/10.1006/cbir.1996.0076.
Yegutkin GG. Nucleotide- and nucleoside-converting ectoenzymes: important modulators of purinergic signalling cascade. Biochim Biophys Acta. 2008;1783:673–94. https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2008.01.024.
Grol MW, Panupinthu N, Korcok J, Sims SM, Dixon SJ. Expression, signaling, and function of P2X7 receptors in bone. Purinergic Signal. 2009;5:205–21. https://doi.org/10.1007/s11302-009-9139-1.
Orriss IR, Burnstock G, Arnett TR. Purinergic signalling and bone remodelling. Curr Opin Pharmacol. 2010;10:322–30. https://doi.org/10.1016/j.coph.2010.01.003.
Buckley KA, Golding SL, Rice JM, Dillon JP, Gallagher JA. Release and interconversion of P2 receptor agonists by human osteoblast-like cells. FASEB J. 2003;17:1401–10. https://doi.org/10.1096/fj.02-0940com.
Dellavalle A, et al. Pericytes of human skeletal muscle are myogenic precursors distinct from satellite cells. Nat Cell Biol. 2007;9:255–67. https://doi.org/10.1038/ncb1542.
Gerlach JC, et al. Perivascular mesenchymal progenitors in human fetal and adult liver. Stem Cells Dev. 2012;21:3258–69. https://doi.org/10.1089/scd.2012.0296.
Yang C, Tibbitt MW, Basta L, Anseth KS. Mechanical memory and dosing influence stem cell fate. Nat Mater. 2014;13:645–52. https://doi.org/10.1038/nmat3889.
Li CX, et al. MicroRNA-21 preserves the fibrotic mechanical memory of mesenchymal stem cells. Nat Mater. 2017;16:379–89. https://doi.org/10.1038/nmat4780.
Smith AG, Hooper ML. Buffalo rat liver cells produce a diffusible activity which inhibits the differentiation of murine embryonal carcinoma and embryonic stem cells. Dev Biol. 1987;121:1–9. https://doi.org/10.1016/0012-1606(87)90132-1.
Williams RL, et al. Myeloid leukaemia inhibitory factor maintains the developmental potential of embryonic stem cells. Nature. 1988;336:684–7. https://doi.org/10.1038/336684a0.
Ying QL, et al. The ground state of embryonic stem cell self-renewal. Nature. 2008;453:519–23. https://doi.org/10.1038/nature06968.
Buschmann J, et al. Yield and proliferation rate of adipose-derived stromal cells as a function of age, body mass index and harvest site-increasing the yield by use of adherent and supernatant fractions? Cytotherapy. 2013;15:1098–105. https://doi.org/10.1016/j.jcyt.2013.04.009.
Finck R, et al. Normalization of mass cytometry data with bead standards. Cytometry A. 2013;83:483–94. https://doi.org/10.1002/cyto.a.22271.
Zunder ER, et al. Palladium-based mass tag cell barcoding with a doublet-filtering scheme and single-cell deconvolution algorithm. Nat Protoc. 2015;10:316–33. https://doi.org/10.1038/nprot.2015.020.