Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Lớp hyaluronan cải thiện sự ghép trong gan của các tế bào gốc/progenitor của cây mật chủng người được cấy ghép
Tóm tắt
Liệu pháp tế bào cho các bệnh gan bằng các tế bào gốc cây mật chủng người (hBTSCs) bị ảnh hưởng bởi hiệu suất ghép thấp. Việc bao phủ các hBTSCs bằng hyaluronan (HA), thành phần chính của tất cả các môi trường tế bào gốc, có thể thúc đẩy sự sống sót, sự phát triển và, đặc biệt, sự ghép trong gan, vì HA được cơ thể chọn lọc loại bỏ qua gan. Chúng tôi đã phát triển một phương pháp nhanh chóng và dễ dàng để bao phủ hBTSCs bằng HA và đánh giá tác động của lớp HA lên các đặc tính tế bào trong ống nghiệm và trong cơ thể sống. Lớp HA đã cải thiện đáng kể khả năng sống sót, hình thành khối, và số lần nhân lên của hBTSCs trong các nuôi cấy ban đầu, và dẫn đến sự biểu hiện cao hơn của các integrin chịu trách nhiệm cho sự gắn kết của tế bào với các thành phần của ma trận. Khi hBTSCs được bao phủ HA được cấy ghép qua lách vào gan của chuột miễn dịch suy giảm, hiệu suất ghép đã tăng lên 11% so với 3% của các tế bào không được bao phủ. Đáng chú ý, việc cấy ghép hBTSCs được bao phủ HA ở chuột đã dẫn đến sự gia tăng gấp 10 lần biểu hiện gen albumin người trong gan và gia tăng 2 lần nồng độ albumin người trong huyết thanh so với các tế bào không được bao phủ. Các nghiên cứu ở các cơ quan xa cho thấy phân phối tế bào ngoài vị trí tối thiểu mà không có sự khác biệt giữa hBTSCs được bao phủ HA và không được bao phủ, và, cụ thể, việc gieo hạt tế bào trong thận đã được loại trừ. Một quy trình bao phủ tế bào bằng HA dễ dàng và tiết kiệm chi phí đã gia tăng đáng kể sự ghép trong gan của hBTSCs được cấy ghép và cải thiện sự phân biệt của chúng về phía các tế bào gan trưởng thành. Lớp HA có thể cải thiện kết quả của các liệu pháp tế bào gốc cho các bệnh gan và có thể được áp dụng ngay lập tức trong lâm sàng do HA đạt tiêu chuẩn GMP đã có sẵn cho mục đích lâm sàng.
Từ khóa
#tế bào gốc #ghép gan #hyaluronan #tế bào gốc cây mật #bệnh ganTài liệu tham khảo
Cardinale V, Carpino G, Gentile R, Napoletano C, Rahimi H, Franchitto A, et al. Transplantation of human fetal biliary tree stem/progenitor cells into two patients with advanced liver cirrhosis. BMC Gastroenterol. 2014;14:204. (online published).
Lanzoni G, Oikawa T, Wang YF, Cui CB, Carpino G, Cardinale V, et al. Concise review: Clinical programs of stem cell therapies for liver and pancreas. Stem Cells. 2013;31:2047–60.
Puppi J, Strom SC, Hughes RD, Bansal S, Castell JV, Dagher I, et al. Improving the techniques for human hepatocyte transplantation: report from a consensus meeting in London. Cell Transplant. 2012;21:1–10.
Prestwich GD, Erickson IE, Zarembinski TI, West M, Tew WP. The translational imperative: making cell therapy simple and effective. Acta Biomater. 2012;8:4200–7.
Forbes SJ, Gupta S, Dhawan A. Cell therapy for liver disease: from liver transplantation to cell factory. J Hepatol. 2015;62:S157–69.
Weber A, Groyer-Picard MT, Franco D, Dagher I. Hepatocyte transplantation in animal models. Liver Transpl. 2009;15:7–14.
Turner RA, Wauthier E, Lozoya O, McClelland R, Bowsher JE, Barbier C, et al. Successful transplantation of human hepatic stem cells with restricted localization to liver using hyaluronan grafts. Hepatology. 2013;57:775–85.
Khan AA, Shaik MV, Parveen N, Rajendraprasad A, Aleem MA, Habeeb MA, et al. Human fetal liver-derived stem cell transplantation as supportive modality in the management of end-stage decompensated liver cirrhosis. Cell Transplant. 2010;19:409–18.
Booth C, Soker T, Baptista P, Ross CL, Soker S, Farooq U, et al. Liver bioengineering: current status and future perspectives. World J Gastroenterol. 2012;18:6926–34.
Burdick JA, Prestwich GD. Hyaluronic acid hydrogels for biomedical applications. Adv Mater. 2011;23:H41–56.
Lozoya OA, Wauthier E, Turner RA, Barbier C, Prestwich GD, Guilak F, et al. Regulation of hepatic stem/progenitor phenotype by microenvironment stiffness in hydrogel models of the human liver stem cell niche. Biomaterials. 2011;32:7389–402.
Ni YL, Tang ZR, Cao WX, Lin H, Fan YJ, Guo LK, et al. Tough and elastic hydrogel of hyaluronic acid and chondroitin sulfate as potential cell scaffold materials. Int J Biol Macromol. 2015;74:367–75.
Yan YM, Zuo XS, Wei DY. Concise Review: Emerging role of CD44 in cancer stem cells: a promising biomarker and therapeutic target. Stem Cells Transl Med. 2015;4:1033–43.
Harrill JA, Parks BB, Wauthier E, Rowlands JC, Reid LM, Thomas RS. Lineage-dependent effects of aryl hydrocarbon receptor agonists contribute to liver tumorigenesis. Hepatology. 2015;61:548–60.
Oikawa T, Wauthier E, Dinh TA, Selitsky SR, Reyna-Neyra A, Carpino G, et al. Model of fibrolamellar hepatocellular carcinomas reveals striking enrichment in cancer stem cells. Nat Commun. 2015;6:8070.
Turner RA, Mendel G, Wauthier E, Barbier C, Reid LM. Hyaluronan-supplemented buffers preserve adhesion mechanisms facilitating cryopreservation of human hepatic stem/progenitor cells. Cell Transplant. 2012;21:2257–66.
Turner WS, Schmelzer E, McClelland R, Wauthier E, Chen W, Reid LM. Human hepatoblast phenotype maintained by hyaluronan hydrogels. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2007;82b:156–68.
Knudson W. The role of CD44 as a cell surface hyaluronan receptor during tumor invasion of connective tissue. Front Biosci. 1998;3:d604–15.
Kuhn S, Koch M, Nubel T, Ladwein M, Antolovic D, Klingbeil P, et al. A complex of EpCAM, claudin-7, CD44 variant isoforms, and tetraspanins promotes colorectal cancer progression. Mol Cancer Res. 2007;5:553–67.
Lesley J, Hascall VC, Tammi M, Hyman R. Hyaluronan binding by cell surface CD44. J Biol Chem. 2000;275:26967–75.
Schmidt DS, Klingbeil P, Schnolzer M, Zoller M. CD44 variant isoforms associate with tetraspanins and EpCAM. Exp Cell Res. 2004;297:329–47.
Fraser JR, Alcorn D, Laurent TC, Robinson AD, Ryan GB. Uptake of circulating hyaluronic acid by the rat liver. Cellular localization in situ. Cell Tissue Res. 1985;242:505–10.
Gudowska M, Gruszewska E, Panasiuk A, Cylwik B, Flisiak R, Swiderska M, et al. Hyaluronic acid concentration in liver diseases. Clin Exp Med. 2016;16(4): 523–8.
Cardinale V, Wang YF, Carpino G, Cui CB, Gatto M, Rossi M, et al. Multipotent stem/progenitor cells in human biliary tree give rise to hepatocytes, cholangiocytes, and pancreatic islets. Hepatology. 2011;54:2159–72.
Carpino G, Cardinale V, Gentile R, Onori P, Semeraro R, Franchitto A, et al. Evidence for multipotent endodermal stem/progenitor cell populations in human gallbladder. J Hepatol. 2014;60:1194–202.
Semeraro R, Cardinale V, Carpino G, Gentile R, Napoli C, Venere R, et al. The fetal liver as cell source for the regenerative medicine of liver and pancreas. Ann Transl Med. 2013;1:13.
Riccio M, Carnevale G, Cardinale V, Gibellini L, De Biasi S, Pisciotta A, et al. The Fas/Fas ligand apoptosis pathway underlies immunomodulatory properties of human biliary tree stem/progenitor cells. J Hepatol. 2014;61:1097–105.
Wang Y, Lanzoni G, Carpino G, Cui CB, Dominguez-Bendala J, Wauthier E, et al. Biliary tree stem cells, precursors to pancreatic committed progenitors: evidence for possible life-long pancreatic organogenesis. Stem Cells. 2013;31:1966–79.
Kubota H, Reid LM. Clonogenic hepatoblasts, common precursors for hepatocytic and biliary lineages, are lacking classical major histocompatibility complex class I antigen. Proc Natl Acad Sci U S A. 2000;97:12132–7.
Schmelzer E, Zhang L, Bruce A, Wauthier E, Ludlow J, Yao HL, et al. Human hepatic stem cells from fetal and postnatal donors. J Exp Med. 2007;204:1973–87.
Wang YF, Yao HL, Cui CB, Wauthier E, Barbier C, Costello MJ, et al. Paracrine signals from mesenchymal cell populations govern the expansion and differentiation of human hepatic stem cells to adult liver Fates. Hepatology. 2010;52:1443–54.
Carpino G, Cardinale V, Onori P, Franchitto A, Berloco PB, Rossi M, et al. Biliary tree stem/progenitor cells in glands of extrahepatic and intraheptic bile ducts: an anatomical in situ study yielding evidence of maturational lineages. J Anat. 2012;220:186–99.
Furth ME, Wang Y, Cardinale V, Carpino G, Lanzoni G, Cui CB, et al. Stem cell populations giving rise to liver, biliary tree and pancreas. In: Sell S, editor. The Stem Cells Handbook. 2nd ed. New York City: Springer Science Publishers; 2013. p. 283–310.
Kajstura J, Rota M, Hall SR, Hosoda T, D’Amario D, Sanada F, et al. Evidence for human lung stem cells. N Engl J Med. 2011;364:1795–806.
Pisciotta A, Riccio M, Carnevale G, Beretti F, Gibellini L, Maraldi T, et al. Human serum promotes osteogenic differentiation of human dental pulp stem cells in vitro and in vivo. Plos One. 2012;7(11):e50542. (online published).
Ribaudo R, Gilman M, Kingston RE, Chomczynski P, Sacchi N. Preparation of RNA from tissues and cells. Curr Protoc Neurosci. 2001;Appendix 1:Appendix 1I.
Dietrich I, Cochet O, Villageois P, Rodrigues CJ. Engraftment of human adipose derived stem cells delivered in a hyaluronic acid preparation in mice. Acta Cir Bras. 2012;27:283–9.
Shu XZ, Ahmad S, Liu YC, Prestwich GD. Synthesis and evaluation of injectable, in situ crosslinkable synthetic extracellular matrices for tissue engineering. J Biomed Mater Res A. 2006;79a:902–12
de Santana RB, de Santana CM. Human intrabony defect regeneration with rhFGF-2 and hyaluronic acid—a randomized controlled clinical trial. J Clin Periodontol. 2015;42:658–65.
Genovesi A, Barone A, Toti P, Covani U. The efficacy of 0.12% chlorhexidine versus 0.12% chlorhexidine plus hyaluronic acid mouthwash on healing of submerged single implant insertion areas: a short-term randomized controlled clinical trial. Int J Dent Hyg. 2017;15(1):65–72.
Roberts JJ, Nicodemus GD, Giunta S, Bryant SJ. Incorporation of biomimetic matrix molecules in PEG hydrogels enhances matrix deposition and reduces load-induced loss of chondrocyte-secreted matrix. J Biomed Mater Res A. 2011;97:281–91.
Kujawa MJ, Carrino DA, Caplan AI. Substrate-bonded hyaluronic-acid exhibits a size-dependent stimulation of chondrogenic differentiation of stage-24 limb mesenchymal cells in culture. Dev Biol. 1986;114:519–28.