Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Chế độ ăn giàu chất béo và béo phì di truyền làm thay đổi khác biệt hồ sơ methyl hóa DNA trong dòng giống của chuột đực trưởng thành
Tóm tắt
Béo phì ở nam giới đã được liên kết với tỷ lệ sinh con sống giảm. Nó có thể dẫn đến di truyền những rối loạn trao đổi chất sang thế hệ con cái qua các cơ chế biểu sinh. Tuy nhiên, béo phì là một rối loạn đa yếu tố với các nguyên nhân di truyền hoặc môi trường. Trước đây, chúng tôi đã chứng minh những ảnh hưởng khác biệt của béo phì do chế độ ăn giàu chất béo (DIO) và béo phì kế thừa di truyền (GIO) lên hồ sơ chuyển hóa, hormone, khả năng sinh sản của nam giới và quá trình tinh trùng thông qua hai mô hình chuột. Nghiên cứu hiện tại nhằm hiểu ảnh hưởng của DIO và GIO lên methyl hóa DNA trong dòng giống đực và những ảnh hưởng tiếp theo lên phôi bị hấp thu (mất phôi sau cấy ghép) và phôi bình thường. Đầu tiên, chúng tôi đánh giá cơ chế enzym methyl hóa DNA trong tinh hoàn bằng phương pháp PCR thời gian thực, tiếp theo theo dõi mức độ methyl hóa DNA toàn cầu trong tinh trùng và tế bào tinh hoàn bằng ELISA và phân tích dòng chảy. Hơn nữa, chúng tôi thực hiện phân tích Methyl hóa thông qua giải trình tự trong tinh trùng cho cả hai nhóm. Dữ liệu giải trình tự trong tinh trùng của cả hai nhóm được xác thực bằng Pyrosequencing. Biểu hiện của các gen methyl hóa khác biệt đã được đánh giá trong các phôi bị hấp thu và bình thường do nhóm DIO sản sinh, sử dụng PCR thời gian thực cho xác thực chức năng. Chúng tôi nhận thấy sự giảm đáng kể trong bản sao Dnmt và mức độ methyl hóa DNA toàn cầu trong nhóm DIO và tăng trong nhóm GIO. Phân tích chuỗi cho thấy 16.966 và 9.113 vùng methyl hóa khác biệt trong tinh trùng của các nhóm DIO và GIO, tương ứng. Qua phân tích con đường, chúng tôi đã quan sát thấy các gen giàu dinh dưỡng trong các con đường liên quan đến sự phát triển và tăng trưởng phôi như Wnt, Hedgehog, TGF-beta và Notch trong tinh trùng cho cả hai nhóm, trạng thái methyl hóa của chúng có phần tương quan với biểu hiện gen trong phôi bị hấp thu và bình thường do nhóm DIO sản sinh. Nghiên cứu của chúng tôi báo cáo cơ chế mà qua đó béo phì do chế độ ăn uống và béo phì di truyền gây ra những ảnh hưởng khác biệt lên methyl hóa DNA trong dòng giống đực, điều này có thể do sự khác biệt trong tích lũy mô mỡ trắng. Những khác biệt này có thể dẫn đến mất phôi hoặc truyền tải các đặc điểm liên quan đến béo phì sang thế hệ con cái trong cuộc sống trưởng thành.
Từ khóa
#béo phì #methyl hóa DNA #tinh trùng #phôi #chuột đực #chế độ ăn uốngTài liệu tham khảo
Palmer NO, Bakos HW, Fullston T, Lane M. Impact of obesity on male fertility, sperm function and molecular composition. Spermatogenesis. 2012;2(4):253–63.
Fullston T, Ohlsson Teague EM, Palmer NO, DeBlasio MJ, Mitchell M, Corbett M, et al. Paternal obesity initiates metabolic disturbances in two generations of mice with incomplete penetrance to the F2 generation and alters the transcriptional profile of testis and sperm microRNA content. FASEB J. 2013;27(10):4226–43.
Chambers TJG, Morgan MD, Heger AH, Sharpe RM, Drake AJ. High-fat diet disrupts metabolism in two generations of rats in a parent-of-origin specific manner. Sci Rep. 2016;6:31857.
Zhang G, Pradhan S. Mammalian epigenetic mechanisms. IUBMB Life. 2014;66(4):240–56.
Berger SL, Sassone-Corsi P. Metabolic Signaling to Chromatin. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2016;8(11):a019463.
de Castro BT, Ingerslev LR, Alm PS, Versteyhe S, Massart J, Rasmussen M, et al. High-fat diet reprograms the epigenome of rat spermatozoa and transgenerationally affects metabolism of the offspring. Mol Metab. 2015;5(3):184–97.
Donkin I, Versteyhe S, Ingerslev LR, Qian K, Mechta M, Nordkap L, et al. Obesity and Bariatric Surgery Drive Epigenetic Variation of Spermatozoa in Humans. Cell Metab. 2016;23(2):369–78.
Nammi S, Koka S, Chinnala KM, Boini KM. Obesity: an overview on its current perspectives and treatment options. Nutr J. 2004;3:3.
Lutz TA, Woods SC. Overview of animal models of obesity. Curr Protoc Pharmacol. 2012;58(1):5–61.
Deshpande SS, Nemani H, Pothani S, Khambata K, Kumar A, Kallamadi PR, Balasinor NH. Genetically inherited obesity and high-fat diet-induced obesity differentially alter spermatogenesis in adult male rats. Endocrinology. 2019;160(1):220–34.
Kalashikam RR, Battula KK, Kirlampalli V, Friedman JM, Nappanveettil G. Obese locus in WNIN/obese rat maps on chromosome 5 upstream of leptin receptor. PLoS ONE. 2013;8(10):e77679.
Giridharan N, Harishankar N, Satyavani M. A new rat model for the study of obesity. Scand J Lab Anim Sci. 1996;23:131–8.
Harishankar N, Kumar PU, Sesikeran B, Giridharan N. Obesity associated pathophysiological & histological changes in WNIN obese mutant rats. Indian J Med Res. 2011;134(3):330.
Deshpande SS, Nemani H, Pothani S, Balasinor NH. Altered endocrine, cytokine signaling and oxidative stress: A plausible reason for differential changes in testicular cells in diet-induced and genetically-inherited - obesity in adult rats. Reprod Biol. 2019;19(3):303–8.
Biermann K, Steger K. Epigenetics in male germ cells. J Androl. 2007;28(4):466–80.
Bestor TH. The DNA methyltransferases of mammals. Hum Mol Genet. 2000;9(16):2395–402.
Jue K, Bestor TH, Trasler JM. Regulated synthesis and localization of DNA methyltransferase during spermatogenesis. Biol Reprod. 1995;53(3):561–9.
Hata K, Okano M, Lei H, Li E. Dnmt3L cooperates with the Dnmt3 family of de novo DNA methyltransferases to establish maternal imprints in mice. Development. 2002;129(8):1983–93.
Trasler JM. Epigenetics in spermatogenesis. Mol Cell Endocrinol. 2009;306(1–2):33–6.
Xu HX, Qin JZ, Zhang KY, Zeng WX. Dynamic expression profile of DNA methyltransferases in rat testis development. Pol J Vet Sci. 2015;18(3):549–56.
Zamudio NM, Scott HS, Wolski K, Lo CY, Law C, Leong D, Kinkel SA, Chong S, Jolley D, Smyth GK, de Kretser D, Whitelaw E, O’Bryan MK. DNMT3L is a regulator of X chromosome compaction and post-meiotic gene transcription. PLoS ONE. 2011;6(3):e18276.
Vigueras-Villaseñor RM, Rojas-Castañeda JC, Chávez-Saldaña M, et al. Alterations in the spermatic function generated by obesity in rats. Acta Histochem. 2011;113(2):214–20.
Kietzmann T, Petry A, Shvetsova A, Gerhold JM, Görlach A, The epigenetic Kietzmann T, Petry A, Shvetsova A, Gerhold JM, Görlach A, . The epigenetic landscape related to reactive oxygen species formation in the cardiovascular system. Br J Pharmacol. 2017;174(12):1533–54.
Rui J, Deng S, Lebastchi J, Clark PL, Usmani-Brown S, Herold KC. Methylation of insulin DNA in response to proinflammatory cytokines during the progression of autoimmune diabetes in NOD mice. Diabetologia. 2016;59(5):1021–9.
Zhou SS, Zhou YM, Li D, Lun YZ. Dietary methyl-consuming compounds and metabolic syndrome. Hypertens Res. 2011;34(12):1239–45.
Dumasia K, Kumar A, Deshpande S, Balasinor NH. Estrogen signaling, through estrogen receptor β, regulates DNA methylation and its machinery in male germ line in adult rats. Epigenetics. 2017;12(6):476–83.
Efimova OA, Pendina AA, Tikhonov AV, et al. Genome-wide 5-hydroxymethylcytosine patterns in human spermatogenesis are associated with semen quality. Oncotarget. 2017;8(51):88294–307.
Tomizawa S, Kobayashi H, Watanabe T, et al. Dynamic stage-specific changes in imprinted differentially methylated regions during early mammalian development and prevalence of non-CpG methylation in oocytes. Development. 2011;138(5):811–20.
Teerds KJ, de Rooij DG, Keijer J. Functional relationship between obesity and male reproduction: from humans to animal models. Hum Reprod Update. 2011;17(5):667–83.
Jeschke J, Collignon E, Fuks F. DNA methylome profiling beyond promoters - taking an epigenetic snapshot of the breast tumor microenvironment. FEBS J. 2015;282(9):1801–14.
Qu Y, Siggens L, Cordeddu L, Gaidzik VI, Karlsson K, Bullinger L, Döhner K, Ekwall K, Lehmann S, Lennartsson A. Cancer-specific changes in DNA methylation reveal aberrant silencing and activation of enhancers in leukemia. Blood. 2017;129(7):e13–25.
Stemmler MP, Hecht A, Kemler R. E-cadherin intron 2 contains cis-regulatory elements essential for gene expression. Development. 2005;132(5):965–76.
Thomas RM, Sai H, Wells AD. Conserved intergenic elements and DNA methylation cooperate to regulate transcription at the il17 locus. J Biol Chem. 2012;287(30):25049–59.
Lu L, Zhu G, Zhang C, Deng Q, Katsaros D, Mayne ST, et al. Association of large noncoding RNA HOTAIR expression and its downstream intergenic CpG island methylation with survival in breast cancer. Breast Cancer Res Treat. 2012;136(3):875–83.
Schlesinger F, Smith AD, Gingeras TR, Hannon GJ, Hodges E. De novo DNA demethylation and noncoding transcription define active intergenic regulatory elements. Genome Res. 2013;23(10):1601–14.
Berger NA. Obesity and cancer pathogenesis. Ann N Y Acad Sci. 2014;1311:57–76.
Lesch BJ, Tothova Z, Morgan EA, Liao Z, Bronson RT, Ebert BL, Page DC. Intergenerational epigenetic inheritance of cancer susceptibility in mammals. Elife. 2019;8:e39380.
Huang X, Liu G, Guo J, Su Z. The PI3K/AKT pathway in obesity and type 2 diabetes. Int J Biol Sci. 2018;14(11):1483–96.
Bost F, Aouadi M, Caron L, Binétruy B. The role of MAPKs in adipocyte differentiation and obesity. Biochimie. 2005;87(1):51–6.
Zhang G, Sun Q, Liu C. Influencing factors of thermogenic adipose tissue activity. Front Physiol. 2016;7:29.
Gurzov EN, Stanley WJ, Pappas EG, Thomas HE, Gough DJ. The JAK/STAT pathway in obesity and diabetes. FEBS J. 2016;283(16):3002–15.
Namkoong S, Cho CS, Semple I, Lee JH. Autophagy dysregulation and obesity-associated pathologies. Mol Cells. 2018;41(1):3–10.
Guo S. Insulin signaling, resistance, and the metabolic syndrome: insights from mouse models into disease mechanisms. J Endocrinol. 2014;220(2):T1–23.
Yang Y. Wnt signaling in development and disease. Cell Biosci. 2012;2(1):14.
Komiya Y, Habas R. Wnt signal transduction pathways. Organogenesis. 2008;4(2):68–75.
Carballo GB, Honorato JR, de Lopes GPF. Spohr TCLSE. A highlight on Sonic hedgehog pathway. Cell Commun Signal. 2018;16(1):11.
Armas-López L, Zúñiga J, Arrieta O, Ávila-Moreno F. The Hedgehog-GLI pathway in embryonic development and cancer: implications for pulmonary oncology therapy. Oncotarget. 2017;8(36):60684–703.
Wu MY, Hill CS. Tgf-beta superfamily signaling in embryonic development and homeostasis. Dev Cell. 2009;16(3):329–43.
Wharton K, Derynck R. TGFbeta family signaling: novel insights in development and disease. Development. 2009;136(22):3691–7.
Kopan R, Ilagan MX. The canonical Notch signaling pathway: unfolding the activation mechanism. Cell. 2009;137(2):216–33.
Kopan R. Notch signaling. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2012;4(10):a011213.
van Amerongen R, Berns A. Knockout mouse models to study Wnt signal transduction. Trends Genet. 2006;22(12):678–89.
Pan YB, Gong Y, Ruan HF, Pan LY, Wu XK, Tang C, et al. Sonic hedgehog through Gli2 and Gli3 is required for the proper development of placental labyrinth. Cell Death Dis. 2015;6(2):e1653.
Zhou J, Chen Q, Lanske B, Fleming BC, Terek R, Wei X, et al. Disrupting the Indian hedgehog signaling pathway in vivo attenuates surgically induced osteoarthritis progression in Col2a1-CreERT2; Ihhfl/fl mice. Arthritis Res Ther. 2014;16(1):R11.
Sasai N, Toriyama M, Kondo T. Hedgehog Signal and Genetic Disorders. Front Genet. 2019;10:1103.
Oshima M, Oshima H, Taketo MM. TGF-beta receptor type II deficiency results in defects of yolk sac hematopoiesis and vasculogenesis. Dev Biol. 1996;179(1):297–302.
Attisano L, Lee-Hoeflich ST. The smads. Genome Biol. 2001;2(8):3010–1.
Mašek J, Andersson ER. The developmental biology of genetic Notch disorders. Development. 2017;144(10):1743–63.
Champroux A, Cocquet J, Henry-Berger J, Drevet JR, Kocer A. A decade of exploring the mammalian sperm epigenome: paternal epigenetic and transgenerational inheritance. Front Cell Dev Biol. 2018;6:50.
Pathak S, Saxena M, D’Souza R, Balasinor NH. Disrupted imprinting status at the H19 differentially methylated region is associated with the resorbed embryo phenotype in rats. Reprod Fertil Dev. 2010;22(6):939–48.
Seisenberger S, Peat JR, Hore TA, Santos F, Dean W, Reik W. Reprogramming DNA methylation in the mammalian life cycle: building and breaking epigenetic barriers. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 2013;368(1609):20110330.
Shi L, Wu J. Epigenetic regulation in mammalian preimplantation embryo development. Reprod Biol Endocrinol. 2009;7:59.
Stobdan T, Sahoo D, Azad P, et al. High fat diet induces sex-specific differential gene expression in Drosophila melanogaster. PLoS ONE. 2019;14(3):e0213474.
Jang HS, Shin WJ, Lee JE, Do JT. CpG and non-CpG methylation in epigenetic gene regulation and brain function. Genes (Basel). 2017;8(6):148.
Dubuc PU, Cahn PJ, Willis P. The effects of exercise and food restriction on obesity and diabetes in young ob/ob mice. Int J Obes. 1984;8(3):271–8.
Levin N, Nelson C, Gurney A, Vandlen R, de Sauvage F. Decreased food intake does not completely account for adiposity reduction after ob protein infusion. Proc Natl Acad Sci USA. 1996;93(4):1726–30.
Desjobert C, El Maï M, Gérard-Hirne T, et al. Combined analysis of DNA methylation and cell cycle in cancer cells. Epigenetics. 2015;10(1):82–91.
Langmead B, Salzberg SL. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nat Methods. 2012;9(4):357–9.
Krueger F, Andrews SR. Bismark: a flexible aligner and methylation caller for Bisulfite-Seq applications. Bioinformatics. 2011;27(11):1571–2.
Akalin A, Kormaksson M, Li S, et al. methylKit: a comprehensive R package for the analysis of genome-wide DNA methylation profiles. Genome Biol. 2012;13(10):R87.
Anders S, Huber W. Differential expression analysis for sequence count data. Genome Biol. 2010;11(10):R106.
Roessler J, Lehmann U. Quantitative DNA Methylation Analysis by Pyrosequencing®. Methods Mol Biol. 2015;1315:175–88.