Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Khôi phục huỳnh quang sau khi photobleaching: Công cụ đa năng cho việc đo lường tính di động và tương tác trong nghiên cứu dược phẩm
Tóm tắt
Bài đánh giá này giới thiệu các khái niệm cơ bản về khôi phục huỳnh quang sau khi photobleaching (FRAP) từ góc độ lý thuyết và công cụ. Những ứng dụng thú vị và sáng tạo nhất từ góc độ dược phẩm được thảo luận ngắn gọn và một số ứng dụng tiềm năng trong tương lai được gợi ý. Những ứng dụng trong tương lai này bao gồm nghiên cứu về tính di động của thuốc đại phân tử trong các dạng bào chế dược phẩm vĩ mô hoặc vi mô, tính di động và sự liên kết của các thuốc chống khối u trong mô khối u, vận chuyển trong tế bào của các phức hợp gen và tính di động của thuốc trong màng trước khi thâm nhập qua màng tế bào. Bài báo cũng nhằm cung cấp hướng dẫn nhập môn cho những ai muốn tham gia vào các kỹ thuật thực nghiệm liên quan đến FRAP. Do đó, các thông tin chi tiết toàn diện về các thiết lập khác nhau và phân tích dữ liệu được cung cấp, cùng với một phác thảo ngắn gọn về những vấn đề có thể gặp phải khi thực hiện FRAP. Tổng thể, bài đánh giá này cho thấy tiềm năng lớn của FRAP trong nghiên cứu dược phẩm. Điều này được bổ sung bởi các kết quả của chính chúng tôi minh họa khả năng thực hiện FRAP trong các dạng bào chế vi mô (vi cầu) bằng cách sử dụng một biến thể FRAP độ phân giải cao.
Từ khóa
#FRAP #nghiên cứu dược phẩm #thuốc đại phân tử #tính di động #thuốc chống khối u #vận chuyển tế bàoTài liệu tham khảo
J. C. G. Blonk, A. Don, H. Van Aalst, and J. J. Birmingham. Fluorescence photobleaching recovery in the confocal scanning light microscope. J. Microsc. 169:363-374 (1993).
U. Kubitscheck, M. Tschödrich-Rotter, P. Wedekind, and R. Peters. Two-photon scanning microphotolysis for three-dimensional data storage and biological transport measurements. J. Microsc. 182:225-233 (1996).
Axelrod, D. E. Koppel, J. Chlessinger, J. Elson, and W. W. Webb. Mobility measurement by analysis of fluorescence photobleaching recovery kinetics. Biophys. J. 16:1055-1069 (1976).
R. Swaminathan, S. Bicknese, N. Periasamy, and A. S. Verkman. Cytoplasmatic viscosity near the cell plasma membrane: Translational diffusion of small fluorescent solute measured by Total Internal Reflection-Fluorescence Photobleaching Recovery. Biophys. J. 71:1140-1151 (1996).
M. Velez and D. Axelrod. Polarized fluorescence photobleaching recovery for measuring rotational diffusion in solutions and membranes. Biophys. J. 53:575-591 (1988).
P. Wedekind, U. Kubitscheck, and R. Peters. Scanning microphotolysis: a new photobleaching technique based on fast intensity modulation of a scanned laser beam and confocal imaging. J. Microsc. 176:23-33 (1994).
D. M. Soumpasis. Theoretical analysis of fluorescence photobleaching recovery experiments. Biophys. J. 41:95-97 (1983).
G. W. Gordon, B. Chazotte, X. F. Wang, and B. Herman. Analysis of simulated and experimental fluorescence recovery after photobleaching. Data for two diffusing components. Biophys. J. 68:766-778 (1995).
A. Lopez, L. Dupou, A. Altibelli, J. Trotard, and J. F. Tocanne. Fluorescence recovery after photobleaching (FRAP) experiments under conditions of uniform disk illumination. Critical comparison of analytical solutions, and a new mathematical method for calculation of diffusion coefficient D. Biophys. J. 53:963-970 (1988).
R. Peters. Translational diffusion in plasma membrane of single cells as studied by fluorescence microphotolysis. Cell. Biol. Int. Rep. 5:733-760 (1981).
P. Wedekind, U. Kubitscheck, O. Heinrich, and R. Peters. Line-Scanning Microphotolysis for Diffraction-Limited Measurements of Lateral Diffusion. Biophys. J. 71:1621-1632 (1996).
T. Tsay and K. A. Jacobson. Spatial Fourier analysis of video photobleaching measurements, principles and optimization. Biophys. J. 60:360-368 (1991).
D. A. Berk, F. Yuan, M. Leunig, and R. K. Jain. Fluorescence photobleaching with spatial Fourier analysis: measurement of diffusion in light-scattering media. Biophys. J. 65:2428-2436 (1993).
B. A. Westrin, A. Axelsson, and G. Zacchi. Diffusion measurement in gels. J. Contr. Rel. 30:189-199 (1994).
W. M. Saltzman, M. L. Radomsky, K. J. Whaley, and R. A. Cone. Antibody diffusion in human cervical mucus. Biophys. J. 66:508-515 (1994).
J. D. Bryers and F. Drummond. Local mass transfer coefficients in bacterial biofilms using fluorescence recovery after photobleaching (FRAP). In R. H. Wijffels, R. M. Buitelaar, C. Bucke, and J. Tramper (eds), Immobilized cells: Basics and applications, Elsevier, Amsterdam, 1996, pp. 196-204.
M. Moussaoui, M. Benlyas, and P. Wahl. Diffusion of proteins in Sepharose CL-B gels. J. Chromatogr. 591:115-120 (1995).
E. M. Johnson, D. A. Berk, R. K. Jain, and W. M. Deen. Diffusion and partitioning of proteins in charged agarose gels. Biophys. J. 68:1561-1568 (1995).
Z. Bu and P. S. Russo. Diffusion of dextran in aqueous (hydroxypropyl) cellulose. Macromolecules 27:1187-1194 (1994).
B. Tinland and R. Borsali. Single-chain diffusion coefficient of F-dextran in poly (vinylpyrrolidone) water: fluorescence recovery after photobleaching experiments. Macromolecules 27:2142-2144 (1994).
S. Pajevic, R. Bansil, and C. Konak. Diffusion of linear polymer chains in methyl methacrylate gels. Macromolecules 26:305-312 (1993).
S. C. De Smedt, T. K. L. Meyvis, J. Demeester, P. Van Oostveldt, J. C. G. Blonk, and W. E. Hennink. Diffusion of macromolecules in dextran methacrylate solutions and gels as studied by confocal scanning laser microscopy. Macromolecules 30:4863-4870 (1997).
O. Seksek, J. Biwersi, and A S. Verkman. Translational diffusion of macromolecule-sized solutes in cytoplasm and nucleus. J. Cell Biol. 138:131-142 (1997).
R. Swaminathan, C. P. Hoang, and A. S. Verkman. Photobleaching recovery and anisotropy decay of green fluorescent protein GFP-S65T in solution and cells: cytoplasmic viscosity probed by green fluorescent protein translational and rotational diffusion. Biophys. J. 72:1900-1907 (1997).
S. R. Chary and R. K. Jain. Direct measurement of interstitial convection and diffusion of albumin in normal and neoplastic tissues by fluorescence photobleaching. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86:5385-5389 (1989).
G. Molema, L. F. M. H. de Leij, and D. K. F. Meijer. Tumor vascular endothelium: barrier or target in tumor directed drug delivery and immunotherapy. Pharm. Res. 14:2-10 (1997).
Y. I. Henis. Lateral and rotational diffusion in biological membranes. In M. Shinitzky (ed), Biomembranes: Physical Aspects, VCH Publishers, Weinheim-New York, 1998, pp. 279-340.
T. J. Feder, I. Brust Mascher, J. P. Slattery, B. Baird, and W. W. Webb. Constrained diffusion or immobile fraction on cell surfaces: a new interpretation. Biophys. J. 70:2767-2773 (1996).
M. E. Johnson, D. A. Berk, D. Blankschtein, D. E. Golan, R. K. Jain, and R. S. Langer. Lateral diffusion of small compounds in human stratum corneum and model lipid bilayer systems. Biophys. J. 71:2656-2668 (1996).
D. A. Berk, F. Yuan, M. Leunig, and R. K. Jain. Direct in vivo measurement of targeted binding in a human tumor xenograft. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94:1785-1790 (1997).
E. N. Kaufman and R. K. Jain. Measurement of mass transport and reaction parameters in bulk solution using photobleaching. Reaction limited binding regime. Biophys. J. 60:596-610 (1991).
E. N. Kaufman and R. K. Jain. In vitro measurement and screening of monoclonal antibody affinity using fluorescence photobleaching. J. Immunol. Meth. 155:1-17 (1992).
B. Flamion, P. M. Bungay, C. C. Gibson, and K. R. Spring. Flow rate measurements in isolated perfused kidney tubules by fluorescence photobleaching recovery. Biophys. J. 60:1229-1242 (1991).
D. A. Berk, M. A. Swartz, A. J. Leu, and R. K. Jain. Transport in lymphatic capillaries. II. Microscopic velocity measurement with fluorescence photobleaching. Am. J. Physiol. 270:330-337 (1996).
M. Ormo, A. B. Cubitt, K. Kallio, L. A. Gross, R. Y. Tsien, and S. J. Remington. Crystal structure of Aequorea victoria green fluorescent protein. Science 273:1392-1395 (1996).
C. Dietrich, R. Merkel, and R. Tampé. Diffusion measurement of fluorescence labeled amphiphilic molecules with a standard fluorescence microscope. Biophys. J. 72:1701-1710 (1997).
J. L. Robeson and R. D. Tilton. Effect of concentration quenching on fluorescence recovery after photobleaching measurements. Biophys. J. 68:2145-2155 (1995).
N. Periasamy, S. Bicknese, and A. S. Verkman. Reversible photobleaching of fluorescein conjugates in air-saturated viscous solutions: Singlet and triplet state quenching by tryptophan. Photochem. and Photobiol. 63:265-271 (1996).
S. C. De Smedt, A. Lauwers, J. Demeester, Y. Engelborghs, G. De Mey, and M. Du. Structural information on hyaluronic acid solutions as studied by probe diffusion experiments. Macromolecules 27:141-146 (1994).