Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Canxi nội sinh và ngoại sinh tham gia vào quá trình sản xuất betulin từ văn hóa chìm của Phellinus linteus được kích thích bởi hydro sulfua
Tóm tắt
Sử dụng các phương pháp dược lý và sinh hóa, nghiên cứu về vai trò của Ca2+ trong việc sản xuất betulin trong sợi nấm của Phellinus linteus bị kích thích bởi hydro sulfua (H2S) đã được thực hiện. Kết quả cho thấy rằng 2 mM H2S dạng cho (NaHS) hoặc 10 mM CaCl2 đã làm tăng hàm lượng betulin trong sợi nấm của Phellinus lên mức tối đa, với mức tăng lần lượt là 112.43% và 93.24% so với nhóm đối chứng. Thêm vào đó, việc điều trị đồng NaHS và CaCl2 cũng cho thấy kết quả tích cực, với sự gia tăng lần lượt là 128.95% hoặc 24.52% so với nhóm đối chứng hoặc điều trị bằng NaHS. Đồng thời, NaHS cũng làm tăng hàm lượng Ca2+ và CaM. Tuy nhiên, những tác động kích thích tích cực trên Ca2+, CaM và sản xuất betulin có thể bị chặn lại bằng cách sử dụng chất chặn kênh Ca2+ (LaCl3, 2-aminoethoxydiphenyl borate) hoặc chất chelat Ca2+ (acid ethylenediaminetetraacetic (EDTA)). Trong đó, hàm lượng betulin giảm 35.06% bởi NaHS và EGTA ở mức tối thiểu, và sự giảm này có thể đảo ngược bằng cách áp dụng CaCl2 (NaHS + EGTA + CaCl2). Từ những kết quả trên, có thể kết luận rằng canxi nội sinh và ngoại sinh tham gia vào quá trình sản xuất betulin từ văn hóa chìm của P. linteus được kích thích bởi hydro sulfua.
Từ khóa
#Phellinus linteus #betulin #canxi #hydro sulfua #sinh hóaTài liệu tham khảo
Elisashvili, V. (2012). Submerged cultivation of medicinal mushrooms: bioprocesses and products. International Journal of Medicinal Mushrooms, 14(3), 211–239.
Zhang, J. M., Zhong, J. J., & Geng, A. N. (2014). Improvement of ganoderic acid production by fermentation of Ganoderma lucidum with cellulase as an elicitor. Process Biochemistry, 49(10), 1580–1586.
Reis, F. S., Barreira, J. C. M., Calhelha, R. C., Griensven, L. J. I. D., Ćirić, A., Glamočlija, J., Soković, M., & Ferreira, I. C. F. R. (2014). Chemical characterization of the medicinal mushroom Phellinus linteus (Berkeley & Curtis) Teng and contribution of different fractions to its bioactivity. LWT–Food Science and Technology, 58(2), 478–485.
Lee, Y. S., Kim, Y. H., Shin, E. K., Kim, D. H., Lim, S. S., Lee, J. Y., & Kim, J. K. (2010). Anti-angiogenic activity of methanol extract of Phellinus linteus and its fractions. Journal of Ethnopharmacology, 131(1), 56–62.
Alakurtti, S., Mäkelä, T., Koskimies, S., & Yli-Kauhaluoma, J. (2006). Pharmacological properties of the ubiquitous natural product betulin. European Journal of Pharmaceutical Sciences, 29(1), 1–13.
Bori, I. D., Hung, H. Y., Qian, K., Chen, C. H., Morris-Natschke, S. L., & Lee, K. H. (2012). Anti-AIDS agents 88. Anti-HIV conjugates of betulin and betulinic acid with AZT prepared via click chemistry. Tetrahedron Letters, 53(15), 1987–1989.
Zhao, F. Q., Mai, Q. Q., Ma, J. H., Xu, M., Wang, X., Cui, T. T., Qiu, F., & Han, G. (2015). Triterpenoids from Inonotus obliquus and their antitumor activities. Fitoterapia, 101, 34–40.
Sun, M. L. (2014). Preliminary study on mechanism of triterpenoids accumulation induced by hydrogen sulfide in Phellinus mycelium. Master thesis, Northeast Forestry University, Harbin, China.
Kabil, O., Vitvitsky, V., & Banerjee, R. (2014). Sulfur as a signaling nutrient through hydrogen sulfide. Annual Review Nutration, 34, 171–205.
Chen, A. W., Zeng, G. M., Chen, G. Q., Zhang, C., Yan, M., Shang, C., Hu, X. J., Lu, L. H., Chen, M., Guo, Z., & Zuo, Y. N. (2014). Hydrogen sulfide alleviates 2, 4-dichlorophenol toxicity and promotes its degradation in Phanerochaete chrysosporium. Chemosphere, 109, 208–212.
Hancock, J. T., & Whiteman, M. (2014). Hydrogen sulfide and cell signaling: team player or referee? Plant Physiology and Biochemistry, 78, 37–42.
Fang, H., Jing, T., Liu, Z., Zhang, L., Jin, Z., & Pei, Y. (2014). Hydrogen sulfide interacts with calcium signaling to enhance the chromium tolerance in Setaria italica. Cell Calcium, 56(6), 472–481.
Christou, A., Manganaris, G. A., Papadopoulos, I., & Fotopoulos, V. (2013). Hydrogen sulfide induces systemic tolerance to salinity and non-ionic osmotic stress in strawberry plants through modification of reactive species biosynthesis and transcriptional regulation of multiple defence pathways. Journal of Experimental Botany, 64(7), 1953–1966.
Dodd, A. N., Kudla, J., & Sanders, D. (2010). The language of calcium signaling. Annual Review of Plant Biology, 61, 593–620.
Tuteja, N., & Mahajan, S. (2007). Calcium signaling network in plants. Plant Signal Behavior, 2(2), 79–85.
Kudla, J., Batistič, O., & Hashimoto, K. (2010). Calcium signals: the lead currency of plant information processing. Plant Cell, 22, 541–563.
Guo, H. B., Zhu, N., Deyholos, M. K., Liu, J., Zhang, X. R., & Dong, J. E. (2015). Calcium mobilization in salicylic acid-induced salvia miltiorrhiza cell cultures and its effect on the accumulation of rosmarinic acid. Applied Biochemistry and Biotechnology, 175, 2689–2702.
Munarona, L., Avanzatoa, D., Mocciad, F., & Mancardie, D. (2013). Hydrogen sulfide as a regulator of calcium channels. Cell Calcium, 53(2), 77–84.
Fan, G. Z., Liu, Y. T., Wang, X. D., & Zhan, Y. G. (2014). Cross-talk of polyamines and nitric oxide in endophytic fungus-induced betulin production in Betula platyphylla plantlets. Trees, 28, 635–641.
Liao, W. B., Zhang, M. L., Huang, G. B., & Yu, J. H. (2012). Ca2+ and CaM are involved in NO- and H2O2-induced adventitious root development in marigold. Journal of Plant Growth Regulation, 31, 253–264.
Wasser, S. P. (2011). Current findings, future trends, and unsolved problems in studies of medicinal mushrooms. Applied Microbiology and Biotechnology, 89, 1323–1332.
Zhua, L. W., Zhong, J. J., & Tang, Y. J. (2008). Significance of fungal elicitors on the production of ganoderic acid and Ganoderma polysaccharides by the submerged culture of medicinal mushroom Ganoderma lucidum. Process Biochemistry, 43(12), 1359–1370.
Xu, Y. N., & Zhong, J. J. (2012). Impacts of calcium signal transduction on the fermentation production of antitumor ganoderic acids by medicinal mushroom Ganoderma lucidum. Biotechnology Advances, 30(6), 1301–1308.
Dörnenburg, H., & Knorr, D. (1995). Strategies for the improvement of secondary metabolite production in plant cell cultures. Enzyme and Microbial Technology, 17(8), 674–684.
Patel, H., & Krishnamurthy, R. (2013). Elicitors inplant tissue culture. Journal of Pharmacognosy and Phytochemistry, 2(2), 60–65.
Lecourieux, D., Ranjeva, R., & Pugin, A. (2006). Calcium in plant defence-signalling pathways. New Phytologist, 171, 249–269.
Martins, T. V., Evans, M. J., Woolfenden, H. C., & Morris, R. J. (2013). Towards the physics of calcium signalling in plants. Plants, 2, 541–588.
Yang, T. B., Peng, H., & Bauchan, G. R. (2014). Functional analysis of tomato calmodulin gene family during fruit development and ripening. Horticulture Research. doi:10.1038/hortres.2014.57.
Wen, R. B., Sui, Z. H., Bao, Z. M., Zhou, W., & Wang, C. Y. (2014). Isolation and characterization of calmodulin gene of Alexandrium catenella (Dinoflagellate) and its performance in cell growth and heat stress. Journal of Ocean University China, 13(2), 290–296.