Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Ảnh hưởng của Môi Trường Ngoại Lai Trẻ Được Kích Thích Bởi Tình Trạng Thiếu Oxigen Đến Chức Năng Của Tế Bào Gốc Gân Tuổi Cao
Tóm tắt
Tế bào gốc gân (TSCs), vừa mới được xác định là tế bào gân, đóng vai trò quan trọng trong việc duy trì cân bằng của mô gân. Sự suy giảm chức năng của TSCs theo tuổi tác đã được báo cáo. Các nghiên cứu gần đây cho thấy rằng điều kiện thiếu oxy có lợi cho việc mở rộng hiệu quả TSCs. Hơn nữa, chức năng kém của tế bào gốc tuổi cao có thể được điều chỉnh bằng cách cho chúng tiếp xúc với môi trường trẻ. Do đó, chúng tôi đã nghiên cứu tác động của môi trường nuôi cấy điều kiện thiếu oxy (HCCM) từ TSCs trẻ lên sự sinh sản, di chuyển, lão hóa và kiểu hình tế bào gân của TSCs tuổi cao. TSCs đã được thu thập và môi trường điều kiện đã được lấy mẫu. Có 4 nhóm: TSCs trẻ, TSCs tuổi cao, TSCs tuổi cao + HCCM tuổi cao, và TSCs tuổi cao + HCCM trẻ. Năng lực sinh sản, di chuyển, hoạt động β-galactosidase và tiềm năng phân hóa thành tế bào gân của TSCs đã được đánh giá. Kết quả của chúng tôi cho thấy rằng HCCM đã tăng cường khả năng sinh sản và di chuyển của TSCs tuổi cao. Hơn nữa, hoạt động β-galactosidase liên quan đến lão hóa của TSCs tuổi cao đã giảm bớt nhờ HCCM trẻ. Sau khi được nuôi cấy trong HCCM trẻ, biểu hiện của các gen liên quan đến tế bào gân trong TSCs tuổi cao đã được tăng cường đáng kể. Tổng hợp lại, kết quả của nghiên cứu này chỉ ra rằng HCCM từ TSCs trẻ có thể đại diện cho một chiến lược hiệu quả trong việc cải thiện chức năng suy giảm của TSCs tuổi cao.
Từ khóa
#Tế bào gốc gân #thiếu oxy #môi trường ngoại lai #lão hóa tế bào #tăng sinh #di chuyển.Tài liệu tham khảo
Bjornsson, H. C., Norlin, R., Johansson, K., & Adolfsson, L. E. (2011). The influence of age, delay of repair, and tendon involvement in acute rotator cuff tears: structural and clinical outcomes after repair of 42 shoulders. Acta Orthopaedica, 82, 187–192.
Dudhia, J., Scott, C. M., Draper, E. R., Heinegard, D., Pitsillides, A. A., & Smith, R. K. (2007). Aging enhances a mechanically induced reduction in tendon strength by an active process involving matrix metalloproteinase activity. Aging Cell, 6, 547–556.
Tsai, W. C., Chang, H. N., Yu, T. Y., Chien, C. H., Fu, L. F., Liang, F. C., et al. (2011). Decreased proliferation of aging tenocytes is associated with down-regulation of cellular senescence-inhibited gene and up-regulation of p27. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society, 29, 1598–1603.
Bi, Y., Ehirchiou, D., Kilts, T. M., Inkson, C. A., Embree, M. C., Sonoyama, W., et al. (2007). Identification of tendon stem/progenitor cells and the role of the extracellular matrix in their niche. Nature Medicine, 13, 1219–1227.
Zhou, Z., Akinbiyi, T., Xu, L., Ramcharan, M., Leong, D. J., Ros, S. J., et al. (2010). Tendon-derived stem/progenitor cell aging: defective self-renewal and altered fate. Aging Cell, 9, 911–915.
Barboni, B., Curini, V., Russo, V., Mauro, A., Di Giacinto, O., Marchisio, M., et al. (2012). Indirect co-culture with tendons or tenocytes can program amniotic epithelial cells towards stepwise tenogenic differentiation. PLoS ONE, 7, e30974.
Dunkman, A. A., Buckley, M. R., Mienaltowski, M. J., Adams, S. M., Thomas, S. J., Satchell, L., et al. (2013). Decorin expression is important for age-related changes in tendon structure and mechanical properties. Matrix Biology: Journal of the International Society for Matrix Biology, 32, 3–13.
Yu, T. Y., Pang, J. H., Wu, K. P., Chen, M. J., Chen, C. H., & Tsai, W. C. (2013). Aging is associated with increased activities of matrix metalloproteinase-2 and -9 in tenocytes. BMC Musculoskeletal Disorders, 14, 2.
Lee, W. Y., Lui, P. P., & Rui, Y. F. (2012). Hypoxia-mediated efficient expansion of human tendon-derived stem cells in vitro. Tissue Engineering Part A, 18, 484–498.
Zhang, J., & Wang, J. H. (2013). Human tendon stem cells better maintain their stemness in hypoxic culture conditions. PLoS ONE, 8, e61424.
Zheng, W., Wang, S., Ma, D., Tang, L., Duan, Y., & Jin, Y. (2009). Loss of proliferation and differentiation capacity of aged human periodontal ligament stem cells and rejuvenation by exposure to the young extrinsic environment. Tissue Engineering Part A, 15, 2363–2371.
Liang, C. C., Park, A. Y., & Guan, J. L. (2007). In vitro scratch assay: A convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro. Nature Protocols, 2, 329–333.
Klatte-Schulz, F., Pauly, S., Scheibel, M., Greiner, S., Gerhardt, C., Schmidmaier, G., et al. (2012). Influence of age on the cell biological characteristics and the stimulation potential of male human tenocyte-like cells. European Cells and Materials, 24, 74–89.
Chang, H. N., Pang, J. H., Chen, C. P., Ko, P. C., Lin, M. S., Tsai, W. C., et al. (2012). The effect of aging on migration, proliferation, and collagen expression of tenocytes in response to ciprofloxacin. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society, 30, 764–768.
Almekinders, L. C., & Deol, G. (1999). The effects of aging, antiinflammatory drugs, and ultrasound on the in vitro response of tendon tissue. The American Journal of Sports Medicine, 27, 417–421.
Dimri, G. P., Lee, X., Basile, G., Acosta, M., Scott, G., Roskelley, C., et al. (1995). A biomarker that identifies senescent human cells in culture and in aging skin in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 92, 9363–9367.
Dos Santos, F., Andrade, P. Z., Boura, J. S., Abecasis, M. M., da Silva, C. L., & Cabral, J. M. (2010). Ex vivo expansion of human mesenchymal stem cells: A more effective cell proliferation kinetics and metabolism under hypoxia. Journal of cellular physiology, 223, 27–35.
Tsai, C. C., Chen, Y. J., Yew, T. L., Chen, L. L., Wang, J. Y., Chiu, C. H., et al. (2011). Hypoxia inhibits senescence and maintains mesenchymal stem cell properties through down-regulation of E2A-p21 by HIF-TWIST. Blood, 117, 459–469.
Fehrer, C., Brunauer, R., Laschober, G., Unterluggauer, H., Reitinger, S., Kloss, F., et al. (2007). Reduced oxygen tension attenuates differentiation capacity of human mesenchymal stem cells and prolongs their lifespan. Aging Cell, 6, 745–757.
Tsai, C. C., Yew, T. L., Yang, D. C., Huang, W. H., & Hung, S. C. (2012). Benefits of hypoxic culture on bone marrow multipotent stromal cells. American Journal of Blood Research, 2, 148–159.
Zhang, Y., Wang, B., Zhang, W. J., Zhou, G., Cao, Y., & Liu, W. (2010). Enhanced proliferation capacity of porcine tenocytes in low O2 tension culture. Biotechnology Letters, 32, 181–187.
Wang, D. H., Li, F. R., Zhang, Y., Wang, Y. Q., & Yuan, F. H. (2010). Conditioned medium from renal tubular epithelial cells stimulated by hypoxia influences rat bone marrow-derived endothelial progenitor cells. Renal Failure, 32, 863–870.
Wang, C. Y., Yang, H. B., Hsu, H. S., Chen, L. L., Tsai, C. C., Tsai, K. S., et al. (2012). Mesenchymal stem cell-conditioned medium facilitates angiogenesis and fracture healing in diabetic rats. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine, 6, 559–569.
Buravkova, L. B., & Anokhina, E. B. (2007). Effect of hypoxia on stromal precursors from rat bone marrow at the early stage of culturing. Bulletin of Experimental Biology and Medicine, 143, 411–413.
Forristal, C. E., Wright, K. L., Hanley, N. A., Oreffo, R. O., & Houghton, F. D. (2010). Hypoxia inducible factors regulate pluripotency and proliferation in human embryonic stem cells cultured at reduced oxygen tensions. Reproduction, 139, 85–97.
Hiyama, A., Skubutyte, R., Markova, D., Anderson, D. G., Yadla, S., Sakai, D., et al. (2011). Hypoxia activates the notch signaling pathway in cells of the intervertebral disc: implications in degenerative disc disease. Arthritis and Rheumatism, 63, 1355–1364.