Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Tiến hóa có định hướng và biểu hiện tiết ra của một esterase phân hủy pyrethroid có hoạt tính xúc tác và tính bền nhiệt được tăng cường
Tóm tắt
Các loại pyrethroid có thể gây hại cho sức khỏe con người và hệ sinh thái. Cần phát triển một số chiến lược hiệu quả để phân hủy các dư lượng pyrethroid. Phân hủy sinh học được coi là một phương pháp an toàn, hiệu quả và rẻ tiền để loại bỏ các chất ô nhiễm môi trường. Đến nay, mặc dù đã có một số esterase phân hủy pyrethroid được nhân lên, vẫn chưa có báo cáo về một hydrolase pyrethroid với hoạt động thủy phân cao, tính ổn định tốt và năng suất cao, những tính chất enzym thiết yếu trong phân hủy sinh học thực tế. Hầu hết các hydrolase pyrethroid đều là enzym nội bào, yêu cầu quy trình chiết xuất phức tạp và có những vấn đề liên quan đến việc dễ bị bất hoạt và năng suất thấp. Trong nghiên cứu này, tính đột biến ngẫu nhiên đã được thực hiện trên một esterase phân hủy pyrethroid, Sys410, để nâng cao hoạt động và tính bền nhiệt của nó. Hai đột biến có lợi, A171V và D256N, đã được phát hiện thông qua đột biến ngẫu nhiên và tạo ra đột biến M2. Đột biến này có giá trị kcat/Km cải thiện khoảng 1.5 lần và hoạt động xúc tác tăng cao gấp 2.46 lần. Nhiệt độ tối ưu cao hơn 10 °C so với enzyme loại hoang dã (55 °C). Thời gian bán hủy ở 40–65 °C dài hơn từ 3.3 đến 310 lần. Đáng ngạc nhiên, M2 có thời gian bán hủy 12 giờ ở 70 °C trong khi Sys410 bị bất hoạt hoàn toàn ở 70 °C. Bên cạnh đó, gen mong muốn đã được biểu hiện ngoại bào trong hệ thống chủ là Pichia pastoris. Mức độ biểu hiện hòa tan đạt tới 689.7 mg/L. Đặc biệt, enzyme có thể phân hủy hiệu quả nhiều loại pyrethroid ở nhiệt độ vừa phải trong 15 phút, vượt quá tỷ lệ thủy phân 98%, đây là giá trị cao nhất từng được báo cáo. Đây là báo cáo đầu tiên về đột biến ngẫu nhiên và biểu hiện tiết ra của esterase phân hủy pyrethroid với năng suất và độ tinh khiết cao trong P. pastoris. Đặc điểm chuyên biệt rộng, hoạt động và tính bền nhiệt được cải thiện khiến M2 trở thành ứng cử viên lý tưởng cho việc phân hủy sinh học các dư lượng pyrethroid.
Từ khóa
#pyrethroid #esterase #phân hủy sinh học #đột biến ngẫu nhiên #tính bền nhiệt #Pichia pastorisTài liệu tham khảo
Lin QS, Chen SH, Hu MY, Haq MU, Yang L, Li H. Biodegradation of cypermethrin by a newly isolated actinomycetes HU-S-01 from wastewater sludge. Int J Environ Sci Technol. 2011;8:45–56.
Zhang C, Wang SH, Yan YC. Isomerization and biodegradation of beta-cypermethrin by Pseudomonas aeruginosa CH7 with biosurfactant production. Bioresour Technol. 2011;102:7139–46.
Zhang C, Jia L, Wang SH, Qu J, Li K, Xu LL, Shi YH, Yan YC. Biodegradation of beta-cypermethrin by two Serratia spp. with different cell surface hydrophobicity. Bioresour Technol. 2010;101:3423–9.
Maund SJ, Campbell PJ, Giddings JM, Hamer MJ, Henry K, Pilling ED, Warinton JS, Wheeler JR. Ecotoxicology of synthetic pyrethroids. Top Curr Chem. 2012;314:137–66.
Housset P, Dickmann R. A promise fulfilled-pyrethroid development and the benefits for agriculture and human health. Bayer Crop Sci. 2009;62:135–45.
Li QY, Li Y, Zhu XK, Cai BL. Isolation and characterization of atrazine-degrading Arthrobacter sp. AD26 and use of this strain in bioremediation of contaminated soil. J Environ Sci. 2008;20:1226–30.
Saxena P, Saxena AK. Cypermethrin induced biochemical alterations in the blood of albino rats. Jordan J Biol Sci. 2010;3:111–4.
Alexander M. Biodegradation of chemicals of environmental concern. Science. 1981;211:132–8.
Kasai S. Role of cytochrome P450 in mechanism of pyrethroid resistance. J Pestic Sci. 2004;29:220–1.
Sogorb MA, Vilanova E. Enzymes involved in the detoxification of organophosphorus, carbamate and pyrethroid insecticides through hydrolysis. Toxicol Lett. 2002;128:215–28.
Tallur PN, Megadi VB, Ninnekar HZ. Biodegradation of cypermethrin by Micrococcus sp. strain CPN 1. Biodegradation. 2008;19:77–82.
Maloeny SE, Maule A, Smith AR. Purification and preliminary characterization of permethrinase from a pyrethroid-transforming strain of Bacillus cereus. Appl Environ Microbiol. 1993;59:2007–13.
Liang WQ, Wang ZY, Li H, Wu PC, Hu JM, Liu YH. Purification and characterization of a novel pyrethroid hydrolase from Aspergillus niger ZD11. J Agric Food Chem. 2005;53:7415–20.
Guo P, Wang BZ, Hang BJ, Li L, Ali SW, He J, Li SP. Pyrethroid-degrading Sphingobium sp. JZ-2 and the purification and characterization of a novel pyrethroid hydrolase. Int Biodeterior Biodegrad. 2009;63:1107–12.
Cycoń M, Żmijowska A, Piotrowska-Seget Z. Enhancement of deltamethrin degradation by soil bioaugmentation with two different strains of Serratia marcescens. Int J Environ Sci Technol. 2014;11:1305–16.
Ruan ZY, Zhai Y, Song JL, Shi YH, Li K, Zhao B, Yan YC. Molecular cloning and characterization of a newly isolated pyrethroid-degrading esterase gene from a genomic library of Ochrobactrum anthropi YZ-1. PLoS ONE. 2013;8:e77329.
Wu PC, Liu YH, Wang ZY, Zhang XY, Li H, Liang WQ, Luo N, Hu JM, Lu JQ, Luan TG, Cao LX. Molecular cloning, purification, and biochemical characterization of a novel pyrethroid-hydrolyzing esterase from Klebsiella sp. strain ZD112. J Agric Food Chem. 2006;54:836–42.
Wang BZ, Guo P, Hang BJ, Li L, He J, Li SP. Cloning of a novel pyrethroid-hydrolyzing carboxylesterase gene from Sphingobium sp. JZ-1 and characterization of the gene product. Appl Environ Microbiol. 2009;75:5496–500.
Li G, Wang K, Liu YH. Molecular cloning and characterization of a novel pyrethroid-hydrolyzing esterase originating from the metagenome. Microb Cell Fact. 2008;7:38.
Zhai Y, Li K, Song JL, Shi YH, Yan YC. Molecular cloning, purification and biochemical characterization of a novel pyrethroid-hydrolyzing carboxylesterase gene from Ochrobactrum anthropi YZ-1. J Hazard Mater. 2012;221:206–12.
Fan XJ, Liu XL, Huang R, Liu YH. Identification and characterization of a novel thermostable pyrethroid-hydrolyzing enzyme isolated through metagenomic approach. Microb Cell Fact. 2012;11:33–43.
Wei T, Feng SX, Shen YL, He PX, Ma GL, Yu X, Zhang F, Mao DB. Characterization of a novel thermophilic pyrethroid-hydrolyzing carboxylesterase from Sulfolobus tokodaii into a new family. J Mol Catal B Enzym. 2013;97:225–32.
Chen SH, Lin QS, Xiao Y, Deng YY, Chang CQ, Zhong GH, Hu MY, Zhang LH. Monooxygenase, a novel beta-cypermethrin degrading enzyme from Streptomyces sp. PLoS ONE. 2013;8:e75450.
Jafari R, Sundström BE, Holm P. Optimization of production of the anti-keratin 8 single-chain Fv TS1-218 in Pichia pastoris using design of experiments. Microb Cell Fact. 2011;10:34.
Karlskas IL, Maudal K, Axelsson L, Rud I, Eijsink VG, Mathiesen G. Heterologous protein secretion in lactobacilli with modified pSIP vectors. PLoS ONE. 2014;9:e91125.
Sak-Ubol S, Namvijitr P, Pechsrichuang P, Haltrich D, Nguyen TH, Mathiesen G, Eijsink VGH, Yamabhai M. Secretory production of a beta-mannanase and a chitosanase using a Lactobacillus plantarum expression system. Microb Cell Fact. 2016;15:81.
Hasan FA, Hameed A. Industrial applications of microbial lipases. Enzyme Microb Technol. 2006;39:235–51.
Peng XQ. Improved thermostability of lipase B from Candida antarctica by directed evolution and display on yeast surface. Appl Biochem Biotechnol. 2013;169:351–8.
Dong YP, Yan J, Du HQ, Chen M, Ma T, Feng L. Engineering of LadA for enhanced hexadecane oxidation using random- and site-directed mutagenesis. Appl Microbiol Biotechnol. 2012;94:1019–29.
Song LT, Laguerre S, Dumon C, Bozonnet S, O’Donohue MJ. A high-throughput screening system for the evaluation of biomass-hydrolyzing glycoside hydrolases. Bioresour Technol. 2010;101:8237–43.
Jang MK, Lee SW, Lee DG, Kim NY, Yu KH, Jang HJ, Kim S, Kim A, Lee SH. Enhancement of the thermostability of a recombinant β-agarase, AgaB, from Zobellia galactanivorans by random mutagenesis. Biotechnol Lett. 2010;32:943–9.
Yu XW, Wang R, Zhang M, Xu Y, Xiao R. Enhanced thermostability of a Rhizopus chinensis lipase by in vivo recombination in Pichia pastoris. Microb Cell Fact. 2012;11:102.
Hirokawa K, Ichiyanagi A, Kajiyama N. Enhancement of thermostability of fungal deglycating enzymes by directed evolution. Appl Microbiol Biotechnol. 2008;78:775–81.
Lin XJ, Xu WT, Huang KL, Mei XH, Liang ZH, Li ZM, Guo JX, Luo YB. Cloning, expression and characterization of recombinant elastase from Pseudomonas aeruginosa in Pichia pastoris. Protein Expr Purif. 2009;63:69–74.
Kim JH, Choi GS, Kim SB, Kim WH, Lee JY, Ryu YW, Kim GJ. Enhanced thermostability and tolerance of high substrate concentration of an esterase by directed evolution. J Mol Catal B Enzym. 2004;27:169–75.
Chen VB, Arendall WB, Headd JJ, Keedy DA, Immormino RM, Kapral GJ, Murray LW, Richardson JS, Richardson DC. MolProbity: all-atom structure validation for macromolecular crystallography. Acta Cryst. 2010;D66:12–21.
Davis IW, Leaver-Fay A, Chen VB, Block JN, Kapral GJ, Wang X, Murray LW, Arendall WB, Snoeyink J, Richardson JS, Richardson DC. MolProbity: all-atom contacts and structure validation for proteins and nucleic acids. Nucleic Acids Res. 2007;35:W375–83.
Sreekrishna K, Brankamp RG, Kropp KE, Blankenship DT, Tsay JT, Smith PL, Wierschke JD, Subramaniam A, Birkenberger LA, Brankamp RG. Strategies for optimal synthesis and secretion of heterologous proteins in the methylotrophic yeast Pichia pastoris. Gene. 1997;190:55–62.
Romanos MA, Scorer CA, Clare JJ. Foreign gene expression in yeast: a review. Yeast. 1992;8:423–88.
Cereghino JL, Cregg JM. Heterologous protein expression in the methylotrophic yeast Pichia pastoris. FEMS Microbiol Rev. 2000;24:45–66.
Guerrero FD, Nene VM. Gene structure and expression of a pyrethroid-metabolizing esterase, CzEst9, from a pyrethroid resistant mexican population of Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae). J Med Entomol. 2008;45(4):677–85.
Kok RG, Christoffels VM, Vosman B, Hellingwerf KJ. Growth-phase-dependent expression of the lipolytic system of Acinetobacter calcoaceticus BD413: cloning of a gene encoding one of the esterases. J Gen Microbiol. 1993;139:2329–42.
Yang CH, Huang YC, Chen CY, Wen CY. Expression of Thermobifida fusca thermostable raw starch digesting alpha-amylase in Pichia pastoris and its application in raw sago starch hydrolysis. J Ind Microbiol Biotechnol. 2010;37:401–6.
Reddy ST, Kumar SN, Haas AL, Dahms NM. Biochemical and functional properties of the full-length cation-dependent mannose 6-phosphate receptor expressed in Pichia pastoris. Biochem Biophys Res Commun. 2003;309:643–51.
Cedillo VB, Plou FJ, Martínez MJ. Recombinant sterol esterase from Ophiostoma piceae: an improved biocatalyst expressed in Pichia pastoris. Microb Cell Fact. 2012;11:73.