Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Rhamnolipid thiết kế thông qua giảm đa dạng congener: sản xuất và đặc trưng
Tóm tắt
Rhamnolipid là các biosurfactant có tính chất hoạt động bề mặt làm cho chúng phù hợp cho một loạt các ứng dụng công nghiệp. Những tính chất này bao gồm khả năng nhũ hóa và tạo bọt, nồng độ micelle quan trọng, và khả năng giảm sức căng bề mặt. Hơn nữa, các khía cạnh như độ tương thích sinh học và tính thân thiện với môi trường đang ngày càng trở nên quan trọng. Rhamnolipid chủ yếu được sản xuất bởi các vi khuẩn gây bệnh như Pseudomonas aeruginosa. Chúng tôi đã thiết kế và xây dựng một Pseudomonas putida KT2440 tái tổ hợp, sản xuất rhamnolipid bằng cách tách rời quá trình sản xuất khỏi các quy định nội tại của chủ thể và sự phát triển của tế bào. Ở đây, cấu trúc phân tử của rhamnolipid, tức là các congeners khác nhau do P. putida biến gen sản xuất, được báo cáo. Các nhà sản xuất rhamnolipid tự nhiên có thể tổng hợp mono- và di-rhamnolipid, chứa một hoặc hai phân tử rhamnose, tương ứng. Mỗi loại rhamnolipid sản xuất bốn congeners chính, khác nhau về chiều dài chuỗi của các axit béo β-hydroxy. Có tám congeners rhamnolipid chính với số lượng các gốc kỵ nước/ưa nước khác nhau và các hỗn hợp của chúng có các tính chất lý hóa khác nhau có thể dẫn đến các ứng dụng đa dạng. Chúng tôi đã thiết kế một nhà máy tế bào vi sinh để sản xuất đặc biệt ba hỗn hợp biosurfactant khác nhau: một hỗn hợp của di- và mono-rhamnolipid, chỉ mono-rhamnolipid, và hydroxyalkanoyloxy alkanoates, là các tiền chất tổng hợp rhamnolipid, chỉ gồm các axit béo β-hydroxy. Để hỗ trợ khả năng sản xuất biosurfactant thế hệ thứ hai với nhà máy tế bào vi sinh được thiết kế của chúng tôi, chúng tôi đã chứng minh sản xuất rhamnolipid từ các nguồn carbon bền vững, bao gồm glycerol và xylose. Một quy trình tinh chế đơn giản đã cho ra biosurfactant với độ tinh khiết lên đến 90%. Cuối cùng, thông qua việc xác định các tính chất đặc trưng cho các hợp chất hoạt động bề mặt, chúng tôi đã có thể chỉ ra rằng các hỗn hợp khác nhau thực sự có các đặc điểm lý hóa khác nhau. Phương pháp được chứng minh ở đây là bước đầu tiên hướng tới việc sản xuất các biosurfactant thiết kế, được điều chỉnh riêng cho các ứng dụng cụ thể bằng cách điều chỉnh thành phần congener của các hỗn hợp. Không chỉ chúng tôi có khả năng kỹ thuật di truyền nhà máy tế bào của mình để sản xuất các hỗn hợp biosurfactant cụ thể, mà chúng tôi cũng đã chỉ ra rằng các sản phẩm phù hợp với nhiều ứng dụng khác nhau. Các biosurfactant thiết kế này có thể được sản xuất như một phần của một nhà máy sinh học từ các nguồn carbon thế hệ thứ hai như xylose.
Từ khóa
#rhamnolipid #biosurfactant #Pseudomonas putida #sinh học tổng hợp #carbon bền vữngTài liệu tham khảo
Lovaglio RB, Dos Santos FJ, Jafelicci MJ, Contiero J. Rhamnolipid emulsifying activity and emulsion stability: pH rules. Colloids Surf B Biointerfaces. 2011;85:301–5.
Sarachat T, Pornsunthorntawee O, Chavadej S, Rujiravanit R. Purification and concentration of a rhamnolipid biosurfactant produced by Pseudomonas aeruginosa SP4 using foam fractionation. Bioresour Technol. 2010;101:324–30.
Lang S, Wullbrandt D. Rhamnose lipids—biosynthesis, microbial production and application potential. Appl Microbiol Biotechnol. 1999;51:22–32.
Irorere VU, Tripathi L, Marchant R, McClean S, Banat IM. Microbial rhamnolipid production: a critical re-evaluation of published data and suggested future publication criteria. Appl Microbiol Biotechnol. 2017;101:3941–51.
Nitschke M, Costa SGVAO, Contiero J. Rhamnolipid surfactants: an update on the general aspects of these remarkable biomolecules. Biotechnol Prog. 2005;21:1593–600.
Nitschke M, Costa SGVAO. Biosurfactants in food industry. Trends Food Sci Technol. 2007;18:252–9.
Banat IM, Makkar RS, Cameotra SS. Potential commercial applications of microbial surfactants. Appl Microbiol Biotechnol. 2000;53:495–508.
Toribio J, Escalante AE, Soberón-Chávez G. Rhamnolipids: production in bacteria other than Pseudomonas aeruginosa. Eur J Lipid Sci Technol. 2010;112:1082–7.
Klekner V, Kosaric N. Biosurfactants for cosmetics. In: Kosaric N, editor. Biosurfactants: production, properties, applications. New York: Dekker; 1993. p. 373–89.
Maier RM, Soberon-Chavez G. Pseudomonas aeruginosa rhamnolipids: biosynthesis and potential applications. Appl Microbiol Biotechnol. 2000;54:625–33.
Tiso T, Thies S, Müller M, Tsvetanova L, Carraresi L, Bröring S, et al. Rhamnolipids—production, performance, and application. In: Lee SY, editor. Consequences of microbial interactions with hydrocarbons, oils and lipids: production of fuels and chemicals. Berlin: Springer International Publishing AG; 2017.
Rodrigues L, Banat IM, Teixeira J, Oliveira R. Biosurfactants: potential applications in medicine. J Antimicrob Chemother. 2006;57:609–18.
Stipcevic T, Piljac A, Piljac G. Enhanced healing of full-thickness burn wounds using di-rhamnolipid. Burns. 2006;32:24–34.
Vatsa P, Sanchez L, Clement C, Baillieul F, Dorey S. Rhamnolipid biosurfactants as new players in animal and plant defense against microbes. Int J Mol Sci. 2010;11:5096–109.
Randhawa KKS, Rahman PKSM. Rhamnolipid biosurfactants—past, present, and future scenario of global market. Front Microbiol. 2014;5:454.
Kosaric N. Biosurfactants and their application for soil bioremediation. Food Technol Biotechnol. 2001;39:295–304.
Sharma A, Jansen R, Nimtz M, Johri BN, Wray V. Rhamnolipids from the rhizosphere bacterium Pseudomonas sp. GRP3 that reduces damping-off disease in chilli and tomato nurseries. J Nat Prod. 2007;70:941–7.
Sharma A, Wray V, Johri BN. Rhizosphere Pseudomonas sp. strains reduce occurrence of pre- and post-emergence damping-off in Chile and tomato in Central Himalayan region. Arch Microbiol. 2007;187:321–35.
Abdel-Mawgoud AM, Lépine F, Déziel E. Rhamnolipids: diversity of structures, microbial origins and roles. Appl Microbiol Biotechnol. 2010;86:1323–36.
Zähringer U, Rettenmaier H, Moll H, Senchenkova SN, Knirel YA. Structure of a new 6-deoxy-alpha-d-talan from Burkholderia (Pseudomonas) plantarii strain DSM 6535, which is different from the O-chain of the lipopolysaccharide. Carbohydr Res. 1997;300:143–51.
Jadhav M, Kalme S, Tamboli D, Govindwar S. Rhamnolipid from Pseudomonas desmolyticum NCIM-2112 and its role in the degradation of Brown 3REL. J Basic Microbiol. 2011;51:1–12.
Rezanka T, Siristova L, Sigler K. Rhamnolipid-producing thermophilic bacteria of species Thermus and Meiothermus. Extremophiles. 2011;15:697–709.
Rendell NB, Taylor GW, Somerville M, Todd H, Wilson R, Cole PJ. Characterisation of Pseudomonas rhamnolipids. Biochim Biophys Acta. 1990;1045:189–93.
Arino S, Marchal R, Vandecasteele JP. Identification and production of a rhamnolipidic biosurfactant by a Pseudomonas species. Appl Microbiol Biotechnol. 1996;45:162–8.
Sim L, Ward OP, Li ZY. Production and characterisation of a biosurfactant isolated from Pseudomonas aeruginosa UW-1. J Ind Microbiol Biotechnol. 1997;19:232–8.
Benincasa M, Abalos A, Oliveira I, Manresa A. Chemical structure, surface properties and biological activities of the biosurfactant produced by Pseudomonas aeruginosa LBI from soapstock. Antonie Van Leeuwenhoek. 2004;85:1–8.
Déziel E, Lépine F, Dennie D, Boismenu D, Mamer OA, Villemur R. Liquid chromatography/mass spectrometry analysis of mixtures of rhamnolipids produced by Pseudomonas aeruginosa strain 57RP grown on mannitol or naphthalene. Biochim Biophys Acta. 1999;1440:244–52.
Haba E, Abalos A, Jauregui O, Espuny MJ, Manresa A. Use of liquid chromatography–mass spectroscopy for studying the composition and properties of rhamnolipids produced by different strains of Pseudomonas aeruginosa. J Surfactants Deterg. 2003;6:155–61.
Mata-Sandoval JC, Karns J, Torrents A. Effect of nutritional and environmental conditions on the production and composition of rhamnolipids by P. aeruginosa UG2. Microbiol Res. 2001;155:249–56.
Rahman KSM, Rahman TJ, McClean S, Marchant R, Banat IM. Rhamnolipid biosurfactant production by strains of Pseudomonas aeruginosa using low-cost raw materials. Biotechnol Prog. 2002;18:1277–81.
Müller MM, Hausmann R. Regulatory and metabolic network of rhamnolipid biosynthesis: traditional and advanced engineering towards biotechnological production. Appl Microbiol Biotechnol. 2011;91:251–64.
Syldatk C, Lang S, Matulovic U, Wagner F. Production of 4 interfacial active rhamnolipids from normal-alkanes or glycerol by resting cells of Pseudomonas species DSM 2874. Z Naturforsch C Biosci. 1985;40:61–7.
Müller MM, Hörmann B, Syldatk C, Hausmann R. Pseudomonas aeruginosa PAO1 as a model for rhamnolipid production in bioreactor systems. Appl Microbiol Biotechnol. 2010;87:167–74.
Loeschcke A, Thies S. Pseudomonas putida—a versatile host for the production of natural products. Appl Microbiol Biotechnol. 2015;99:6197–214.
Nelson KE, Weinel C, Paulsen IT, Dodson RJ, Hilbert H, Martins dos Santos VAP, et al. Complete genome sequence and comparative analysis of the metabolically versatile Pseudomonas putida KT2440. Environ Microbiol. 2002;4:799–808.
Ramos-Diáz MA, Ramos JL. Combined physical and genetic map of the Pseudomonas putida KT2440 chromosome. J Bacteriol. 1998;180:6352–63.
Panke S, Witholt B, Schmid A, Wubbolts MG. Towards a biocatalyst for (S)-styrene oxide production: characterization of the styrene degradation pathway of Pseudomonas sp. strain VLB120. Appl Environ Microbiol. 1998;64:2032–43.
Hanahan D. Studies on transformation of Escherichia coli with plasmids. J Mol Biol. 1983;166:557–80.
Tiso T, Sabelhaus P, Behrens B, Wittgens A, Rosenau F, Hayen H, et al. Creating metabolic demand as an engineering strategy in Pseudomonas putida—rhamnolipid synthesis as an example. Metab Eng Commun. 2016;3:234–44.
Wittgens A, Kovacic F, Müller MM, Gerlitzki M, Santiago-Schübel B, Hofmann D, et al. Novel insights into biosynthesis and uptake of rhamnolipids and their precursors. Appl Microbiol Biotechnol. 2017;10:2865–78.
Behrens B, Baune M, Jungkeit J, Tiso T, Blank LM, Hayen H. High performance liquid chromatography-charged aerosol detection applying an inverse gradient for quantification of rhamnolipid biosurfactants. J Chromatogr A. 2016;1455:125–32.
Behrens B, Engelen J, Tiso T, Blank LM, Hayen H. Characterization of rhamnolipids by liquid chromatography/mass spectrometry after solid-phase extraction. Anal Bioanal Chem. 2016;408:2505–14.
Küpper B, Mause A, Halka L, Imhoff A, Nowacki C, Wichmann R. Fermentative Produktion von Monorhamnolipiden im Pilotmaßstab—Herausforderungen der Maßstabsvergrößerung. Chem Ing Tech. 2013;85:834–40.
Siemann-Herzberg M, Wagner F. Prospects and limits for the production of biosurfactants using immobilized biocatalysts. In: Kosaric N, editor. Biosurfactants. New York: Marcel Dekker Inc.; 1993.
Beuker J, Barth T, Steier A, Wittgens A, Rosenau F, Henkel M, et al. High titer heterologous rhamnolipid production. AMB Express. 2016;6:124.
Beuker J, Steier A, Wittgens A, Rosenau F, Henkel M, Hausmann R. Integrated foam fractionation for heterologous rhamnolipid production with recombinant Pseudomonas putida in a bioreactor. AMB Express. 2016;6:11.
de Eugenio LI, Escapa IF, Morales V, Dinjaski N, Galán B, García JL, et al. The turnover of medium-chain-length polyhydroxyalkanoates in Pseudomonas putida KT2442 and the fundamental role of PhaZ depolymerase for the metabolic balance. Environ Microbiol. 2010;12:207–21.
Köhler KA, Blank LM, Frick O, Schmid A. d-Xylose assimilation via the Weimberg pathway by solvent-tolerant Pseudomonas taiwanensis VLB120. Environ Microbiol. 2015;17:156–70.
Anic I, Nath A, Franco P, Wichmann R. Foam adsorption as an ex situ capture step for surfactants produced by fermentation. J Biotechnol. 2017;258:181–9.
Ma K-Y, Sun M-Y, Dong W, He C-Q, Chen F-L, Ma Y-L. Effects of nutrition optimization strategy on rhamnolipid production in a Pseudomonas aeruginosa strain DN1 for bioremediation of crude oil. Biocatal Agric Biotechnol. 2016;6:144–51.
Pornsunthorntawee O, Wongpanit P, Chavadej S, Abe M, Rujiravanit R. Structural and physicochemical characterization of crude biosurfactant produced by Pseudomonas aeruginosa SP4 isolated from petroleum-contaminated soil. Bioresour Technol. 2008;99:1589–95.
Marchant R, Banat IM. Microbial biosurfactants: challenges and opportunities for future exploitation. Trends Biotechnol. 2012;30:558–65.
Ochsner UA, Fiechter A, Reiser J. Isolation, characterization, and expression in Escherichia coli of the Pseudomonas aeruginosa rhlAB genes encoding a rhamnosyltransferase involved in rhamnolipid biosurfactant synthesis. J Biol Chem. 1994;269:19787–95.
Zhu K, Rock CO. RhlA converts beta-hydroxyacyl-acyl carrier protein intermediates in fatty acid synthesis to the beta-hydroxydecanoyl-beta-hydroxydecanoate component of rhamnolipids in Pseudomonas aeruginosa. J Bacteriol. 2008;190:3147–54.
Han L, Liu P, Peng Y, Lin J, Wang Q, Ma Y. Engineering the biosynthesis of novel rhamnolipids in Escherichia coli for enhanced oil recovery. J Appl Microbiol. 2014;117:139–50.
Syldatk C, Lang S, Wagner F, Wray V, Witte L. Chemical and physical characterization of 4 interfacial-active rhamnolipids from Pseudomonas spec. DSM 2874 grown on normal-alkanes. Z Naturforsch C Bio Sci. 1985;40:51–60.
Abalos A, Pinazo A, Infante MR, Casals M, García F, Manresa A. Physicochemical and antimicrobial properties of new rhamnolipids produced by Pseudomonas aeruginosa AT10 from soybean oil refinery wastes. Langmuir. 2001;17:1367–71.