Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phản ứng do mất lá gây ra ở enzyme peroxidase, hợp chất phenolic và polyamine trong lá thông Scots (Pinus sylvestris L.)
Tóm tắt
Nghiên cứu tác động của việc mất lá nhân tạo lên hóa học phòng thủ của lá thông Scots (Pinus sylvestris L.) đã được tiến hành với trọng tâm đặc biệt vào enzyme peroxidase, hợp chất phenolic, đường hòa tan, polyamine và nồng độ nitrogen trong lá. Nghiên cứu được thực hiện trên một khu rừng thông Scots nghèo dinh dưỡng với các cây từ 8 đến 25 tuổi. Phương pháp mất lá bao gồm việc mất lá lặp lại trong hai năm liên tiếp với các cây điều khiển tương ứng. Mất lá được thực hiện trước khi lá non bắt đầu nhú ra bằng cách loại bỏ tất cả các lá trưởng thành. Hoạt động enzyme guaiacol peroxidase tăng cao trong các lá sau lần mất lá đầu tiên. Sự khác biệt giữa các phương pháp điều trị giảm dần về phía mùa thu và biến mất trước lần mất lá thứ hai vào mùa hè năm sau. Sau lần mất lá thứ hai, hoạt động của enzyme biểu hiện một xu hướng tương tự. Rõ ràng, enzyme peroxidase liên quan đến sự thay đổi hóa học có thể kích thích và các phản ứng phục hồi xảy ra trong các lá không bị hư hại ngay sau khi mất lá. Sau lần mất lá thứ hai, nồng độ nitrogen tổng số trong các lá năm hiện tại giảm khoảng 20% và nồng độ putrescine tự do (một loại polyamine) giảm 40% ở các cây đã mất lá so với các lá điều khiển. Những thay đổi này cho thấy một sự mất mát nitrogen do việc mất lá. Các hợp chất phenolic cụ thể như quercitrin, (+)-catechin và hai dẫn xuất catechin tăng lên trong các lá năm hiện tại để phản ứng với việc mất lá. Sự tích lũy tinh bột và sucrose trong các lá năm hiện tại của các cây đã mất lá nhiều lần có thể ngụ ý rằng việc vận chuyển assimilate đã giảm. Các kết quả chỉ ra rằng những thay đổi trong sinh hóa của lá xảy ra để phản ứng với việc mất lá đi kèm với những thay đổi trong chuyển hóa nitrogen của lá.
Từ khóa
#mất lá #thông Scots #enzyme peroxidase #hợp chất phenolic #polyamine #chuyển hóa nitrogenTài liệu tham khảo
Altman, A. and Levin, N. 1993. Interactions of polyamines and nitrogen nutrition in plants. Physiol. Plant 89:653–658.
Bagni, N. and Tassoni, A. 2001. Biosynthesis, oxidation and conjugation of aliphatic polyamines in higher plants. Amino Acids 20:301–317.
Balsberg-Påhlsson, A.-M. 1989. Effects of heavy-metal and SO2 pollution on the concentrations of carbohydrates and nitrogen in tree leaves. Can. J. Bot. 67:2106–2113.
Barnes, J. D., Balaguer, L., Manrique, E., Elvira, S., and Davison, A. W. 1992. A reappraisal of the use of DMSO for the extraction and determination of chlorophylls a and b in lichens and higher plants. Environ. Exp. Bot. 32:85–100.
Bestwick, C. S., Brown, I. R., and Mansfield, J. W. 1998. Localized changes in peroxidase activity accompany hydrogen peroxide generation during the development of a nonhost hypersensitive reaction in lettuce. Plant Physiol. 118:1067–1078.
Beutler, H.-O., Michal, G., and Beistingl, G. 1978. Enzymatische Analyse von komplexen Kohlenhydratgemischen. Dtsch. Lebensm.-Rundsch. 74:431–434.
Bi, J. L. and Felton, G. W. 1995. Foliar oxidative stress and insect herbivory: Primary compounds, secondary metabolites and reactive oxygen species as components of induced resistance. J. Chem. Ecol. 21:1511–1530.
Bongue-Bartelsman, M. and Phillips, D. A. 1995. Nitrogen stress regulates gene expression of enzymes in the flavonoid biosynthetic pathway of tomato. Plant Physiol. Biochem. 33:539–546.
Booker, F. L. and Maier, C. A. 2001. Atmospheric carbon dioxide, irrigation, and fertilization effects on phenolic and nitrogen concentrations in loblolly pine (Pinus taeda) needles. Tree Physiol. 21:609–615.
Boucherau, A., Aziz, A., Larher, F., and Martin-Tanguy, J. 1999. Polyamines and environmental challenges: Recent development. Plant Sci. 140:103–125.
Bryant, J. P., Chapin, F. S., and Klein, D. R. 1983. Carbon/nutrient balance of boreal plants in relation to vertebrate herbivory. Oikos 40:357–368.
Bryant, J. P., Reichardt, P. B., Clausen, T. P., and Werner, R. A. 1993. Effects of mineral nutrition on delayed inducible resistance in Alaska paper birch. Ecology 74:2072–2084.
Constabel, P. C. 1999. A survey of herbivory-inducible defensive proteins and phytochemicals, pp. 137–166, in A. Agrawal, S. Tuzun, and E. Bent (Eds.). Induced Plant Defenses Against Pathogens and Herbivores. Biochemistry, Ecology and Agriculture. APS Press, St. Paul, Minnesota.
Dixon, R. A. and Paiva, N. L. 1995. Stress-induced phenylpropanoid metabolism. Plant Cell 7:1085–1097.
Dowd, P. F. and Lagrimini, L. M. 1997. The role of peroxidases in host insect defences, pp. 195–223, in N. Carozzi and M. Koziel (Eds.). Transgenic Plants for Control of Insect Pests. Francis and Taylor, London.
Dowd, P. F. and Vega, F. E. 1996. Enzymatic oxidation products of allelochemicals as a basis for resistance against insects: Effects on the corn leafhopper Dalbulus maidis. Nat. Toxins 4:85–91.
Ericsson, A., Larsson, S., and Tenow, O. 1980. Effects of early and late season defoliation on growth and carbohydrate dynamics in Scots pine. J. Appl. Ecol. 17:747–769.
Felton, G. W. and Duffey, S. F. 1991 Protective action of midcut catalase in Lepidopteran larvae against oxidative plant defences. J. Chem. Ecol. 17:1715–1732.
Felton, G. W., Summers, C. N., and Mueller, A. J. 1994. Oxidative responses in soybean foliage to herbivory by bean leaf beetle and three-cornered alfalfa hopper. J. Chem. Ecol. 20:639–650.
Feucht, W., Treutter, D., and Christ, E. 1997. Role of flavanols in yellowing beech trees of Black Forest. Tree Physiol. 17:335–340.
Galston, A. W. and Sawhney, R. K. 1993. Polyamines in plant physiology. Plant Physiol. 94:406–410.
Gaspar, Th., Penel, C., Hagege, D., and Greppin, H. 1991. Peroxidases in plant growth, differentiation, and development processes, pp. 249–280, in J. Lobarzewski, H. Greppin, C. Penel, and Th. Gaspar (Eds.). Biochemical, Molecular and Physiological Aspects of Plant Peroxidases. University of Geneva, Geneva, France.
Gatehouse, J. A. 2002. Plant resistance towards insect herbivores: A dynamic interaction. Tansley review no. 140. New Phytol. 156:145–169.
Gebauer, R. L. E., Strain, B. R., and Reynolds, J. F. 1998. The effect of elevated CO2 and N availability on tissue concentrations and whole plant pools of carbon-based secondary compounds in loblolly pine (Pinus taeda). Oecology 113:29–36.
Gershenzon, J. 1984. Changes in the levels of plant secondary metabolites under water stress and nutrient stress. Rec. Adv. Phytochem. 18:273–320.
Grace, S. C. and Logan, B. A. 2000. Energy dissipation and radical scavenging by the the plant phenylpropanoid pathway. Phil. Trans. R. Soc. Lond. B 355:1499–1510.
Hansen, J., Türk, R., Vogg, G., Heim, R., and Beck, E. 1997. Conifer carbohydrate physiology: updating classical views, pp. 97–108, in H. Rennenberg, W. Eschrich, and H. Ziegler (Eds.). Trees—Contributions to Modern Tree Physiology. Backhuys, Leiden, the Netherlands.
Haukioja, E., Ossipov, V., Koricheva, J., Honkanen, T., Larsson, S., and Lempa, K. 1998. Biosynthetic origin of carbon-based secondary compounds. Cause of variable response of woody plants to fertilization? Chemoecology 8:133–139.
Julkunen-Tiitto, R., Rousi, M., Bryant, J., Sorsa, S., Keinänen, M., and Sikanen, H. 1996. Chemical diversity of several Betulaceae species: comparison of phenolics and terpenoids in northern birch stems. Trees 11:16–22.
Kainulainen, P., Holopainen, J., and Palomäki, V. 1996. Effects of nitrogen fertilization on secondary chemistry and ectomycorrhizal state of Scots pine seedlings and on growth of grey pine aphid. J. Chem. Ecol. 617–636.
Karban, R. and Baldwin, I. T. 1997. Induced Responses to Herbivory. The University of Chicago Press, Chicago, Illinois.
Koes, R. E., Quattrocchio, F., and Mol, J.N. 1994. The flavonoid biosynthetic pathway in plants: Function and evolution. Bioessays 16:123–132.
Kuikka, K., Härmä, E., Markkola, A. M., Rautio, P., Roitto, M., Saikkonen, K., Ahonen-Jonnarth, U., Finlay, R., and Tuomi, J. in press. Severe defoliation of Scots pine reduces reproductive investment by ectomycorrhizal symbionts. Ecology.
Larsson, S., Lundgren, L., Ohmart, C. P., and Gref, R. 1992. Weak responses of Scots pine sawfly larvae to high needle flavonoid concentrations in Scots pine. J. Chem. Ecol. 18:271–282.
LeóN, J., Rojo, E., and Sánchez-Serrano, J. 2001. Wound signalling in plants, J. Exp. Bot. 52:1–9.
Millard, P., Hester, A., Wendler, R., and Bailie, G. 2001. Interspecific defoliation responses of trees depend on sites of winter nitrogen storage. Funct. Ecol. 15:535–543.
Minocha, R., Long, S., Magill, A. H., Aber, J., and Mcdowell, W. H. 2000. Foliar free polyamine and inorganic ion content in relation to soil and solution chemistry in two fertilized forest stands at the Harvard Forest, Massachusetts. Plant Soil 222:119–137.
NiemelAuml;, P., Tuomi, J., and Lojander, T. 1991. Defoliation of the Scots pine and performance of Diprionid sawflies. J. Anim. Ecol. 60:683–692.
Paul, M. J. and Driscoll, S. P. 1997. Sugar repression of photosynthesis: The role of carbohydrates in signalling nitrogen deficiency through source:sink imbalance. Plant Cell Environ. 20:110–116.
Polle, A., Chakrabarti, K., Schürmann, W., and Rennenberg, H. 1990. Composition and properties of hydrogen peroxide decomposing systems in extracellular and total extracts from needles of Norway spruce. Plant Physiol. 94:312–319.
Pritchard, S., Peterson, C., Runion, G. B., Prior, S., and Rogers, H. 1997. Atmospheric CO2 concentration, N availability, and water status affect patterns of ergastic substance deposition in longleaf pine (Pinus palustris Mill.) foliage. Trees 11:494–503.
Redman, A. M., Cipollini, D., and Schultz, J. 2001. Fitness costs of jasmonic acid-induced defence in tomato, Lycopersicon esculentum. Oecology 126:380–385.
Richter, C. M., Eis, U., and Wild, A. 1996. Phenolic compounds as a tool of bioindication for novel forest decline at numerous spruce tree sites in Germany. Z. Naturforsch. 51c:53–58.
Sarjala, T. and Kaunisto, S. 1993. Needle polyamine concentrations and potassium nutrition in Scots pine. Tree Physiol. 13:87–96.
Sarjala, T. and Savonen, E.-M. 1994. Seasonal fluctuations in free polyamines in Scots pine needles. J. Plant Physiol. 144:720–725.
Sarjala, T., Taulavuori, K., Savonen, E.-M., and Edfast, A.-B. 1997. Does availability of potassium affect cold hardening of Scots pine through polyamine metabolism. Physiol. Plant. 99: 56–62.
Schnitzler, J.-P., Jungblut, T. P., Heller, W., Köfferlein, M., Hutzler, P., Heinzmann, U., Schmelzer, E., Ernst, D., Langebartels, C., and Sandermann, H. 1996. Tissue localization of u.v.-B-screening pigments and of chalcone synthase mRNA in needles of Scots pine seedlings. New Phytol. 132:247–258.
Takahama, U. and Oniki, T. 1997. A peroxidase/phenolic/ascorbate system can scavenge hydrogen peroxide in plant cells. Physiol. Plant. 101:845–852.
Taulavuori, E., Taulavuori, K., Sarjala, T., and Laine, K. 1998. Polyamines and glutathione metabolism in N fertilized Scots pines during cold hardening. J. Plant Physiol. 156:179–184.
Thaler, J., Stout, M. J., Karban, R., and Duffey, S. 1996. Exogenous jasmonate simulates insect wounding in tomato plants (Lycopersicon esculentum) in the laboratory and field. J. Chem. Ecol. 22:1767–1781.
Tuomi, J., Niemelä, P., Chapin, F. S., Bryant, J. P., and Sirén, S. 1988. Defensive responses of trees in relation to their carbon/nutrient balance, pp. 57–72, in W. J. Mattson, J. Levieux, and C. Bernard-Dagan (Eds.). Mechanisms of Woody Plant Defenses Against Insects. Springer-Verlag, New York.
Tuomi, J., Niemelä, P., Haukioja, E., and Neuvonen, S. 1984. Nutrient stress: An explanation for plant anti-herbivore responses to defoliation. Oecology 61:208–210.
Walters, D., Cowley, T., and Mitchell, A. 2002. Methyl jasmonate alters polyamine metabolism and induces systemic protection against powdery mildew infection in barley seedlings. J. Exp. Bot. 53:747–756.
Wasternack, C., Ortel, B., Miersch, O., Kramell, R., Beale, M., Greulich, F., Feussner, I., Hause, B., Krumm, T., Boland, W., and Parthier, B. 1998. Diversity in octadecanoid-induced gene expression of tomato. J. Plant Physiol. 152:345–452.
Wellburn, A. R. 1994. The spectral determination of chlorophylls a and b, as well as total carotenoids, using various solvents with spectrophotometers of differential resolution. J. Plant Physiol. 144:307–313.
Yamasaki, H., Sakihama, Y., and Ikehara, N. 1997. Flavonoid–peroxidase reaction as a detoxification mechanism of plant cells against H2O2. Plant Physiol. 115:1405–1412.