Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Xây dựng các chủng Saccharomyces cerevisiae công nghiệp cho quá trình sinh học tổng hợp hiệu quả từ tinh bột thô
Tóm tắt
Quy trình sinh học tổng hợp (CBP) kết hợp sản xuất enzyme, quá trình phân giải tinh bột và lên men thành một quy trình một bước. Chiến lược này đại diện cho một lựa chọn đầy hứa hẹn cho việc sản xuất ethanol kinh tế từ sinh khối tinh bột với việc sử dụng các chủng nấm men công nghiệp amylolytic. Các chủng Saccharomyces cerevisiae tái tổ hợp Y294 trong phòng thí nghiệm đồng thời biểu hiện gen α-amylase và glucoamylase đã được sàng lọc để xác định sự kết hợp enzyme tốt nhất cho quá trình thủy phân tinh bột thô. Gen mã hóa glucoamylase Talaromyces emersonii được tối ưu hóa codon (temG_Opt) và gen mã hóa α-amylase bản địa của T. emersonii (temA) đã được lựa chọn để biểu hiện trong hai chủng nấm men S. cerevisiae công nghiệp, cụ thể là Ethanol Red™ (sau đây gọi là ER) và M2n. Hai cassette gen δ-integration đã được chế tạo để cho phép tích hợp đồng thời nhiều gen temG_Opt và temA vào bộ gen của nấm men. Trong quá trình lên men 200 g l−1 tinh bột ngô thô, các chủng nấm men công nghiệp amylolytic đã có khả năng lên men tinh bột ngô thô thành ethanol trong một bước với năng suất ethanol cao. Sau 192 giờ ở 30 °C, các chủng S. cerevisiae ER T12 và M2n T1 (chứa các cassette gen temA và temG_Opt đã được tích hợp) đã sản xuất lần lượt 89,35 và 98,13 g l−1 ethanol, tương ứng với các chuyển đổi carbon ước tính là 87% và 94%. Việc bổ sung một cocktail enzyme tinh bột hạt thương mại kết hợp với nấm men amylolytic cho phép giảm 90% liều lượng enzyme ngoại lai, so với thí nghiệm đối chứng đồng thời phá hủy và lên men (SSF) thông thường với các chủng chủ nấm công nghiệp gốc. Một sự kết hợp enzyme amylolytic mới đã được tạo ra bởi hai chủng S. cerevisiae công nghiệp. Các chủng tái tổ hợp này đại diện cho những lựa chọn tiềm năng thay thế nấm men CBP cho các quy trình lên men tinh bột thô và thông thường hiện có.
Từ khóa
#quy trình sinh học tổng hợp #S. cerevisiae #ethanol #tinh bột thô #enzyme amylolyticTài liệu tham khảo
Mobini-Dehkordi M, Javan FA. Application of alpha-amylase biotechnology. J Biol Today’s World. 2012;1:15–20.
Nigam P, Singh D. Enzyme and microbial systems involved in starch processing. Enzyme Microb Technol. 1995;17:770–8.
Pandey A, Nigam P, Soccol CR, Soccol VT, Singh D, Mohan R. Advances in microbial amylases. Biotechnol Appl Biochem. 2000;31:135–52.
Szymanowska-Powałowska D, Lewandowicz G, Kubiak P, Błaszczak W. Stability of the process of simultaneous saccharification and fermentation of corn flour. The effect of structural changes of starch by stillage recycling and scaling up of the process. Fuel. 2014;119:328–34.
Robertson GH, Wong DW, Lee CC, Wagschal K, Smith MR, Orts WJ. Native or raw starch digestion: a key step in energy efficient biorefining of grain. J Agric Food Chem. 2006;54:353–65.
Nkomba EY, van Rensburg E, Chimphango AF, Görgens JF. The influence of sorghum grain decortication on bioethanol production and quality of the distillers’ dried grains with solubles using cold and conventional warm starch processing. Bioresour Technol. 2016;203:181–9.
Brehmer B, Bals B, Sanders J, Dale B. Improving the corn-ethanol industry: studying protein separation techniques to obtain higher value-added product options for distillers grains. Biotechnol Bioeng. 2008;101:49–61.
Van Zyl WH, Bloom M, Viktor MJ. Engineering yeasts for raw starch conversion. Appl Microbiol Biotechnol. 2012;95:1377–88.
Salehi Jouzani G, Taherzadeh MJ. Advances in consolidated bioprocessing systems for bioethanol and butanol production from biomass: a comprehensive review. Biofuel Res J. 2015;5:152–95.
Den Haan R, van Rensburg E, Rose SH, Görgens J, van Zyl WH. Progress and challenges in the engineering of non-cellulolytic microorganisms for consolidated bioprocessing. Curr Opin Biotechnol. 2015;33:32–8.
Den Haan R, Kroukamp H, Mert MJ, Bloom M, Gorgens JF, van Zyl WH. Engineering Saccharomyces cerevisiae for next generation ethanol production. J Chem Technol Biotechnol. 2013;88:983–91.
Görgens JF, Bressler DC, van Rensburg E. Engineering Saccharomyces cerevisiae for direct conversion of raw, uncooked or granular starch to ethanol. Crit Rev Biotechnol. 2015;35:369–91.
Walker GM, Walker RSK. Enhancing yeast alcoholic fermentations. Adv Appl Microbiol. 2018;105:87–129.
Kumar D, Singh V. Dry-grind processing using amylase corn and superior yeast to reduce the exogenous enzyme requirements in bioethanol production. Biotechnol Biofuels. 2016;9:228.
Demeke MM, Dietz H, Li Y, Foulquié-Moreno MR, Mutturi S, Deprez S, Den Abt T, Bonini BM, Liden G, Dumortier F, Verplaetse A, Boles E, Thevelein JM. Development of a D-xylose fermenting and inhibitor tolerant industrial Saccharomyces cerevisiae strain with high performance in lignocellulose hydrolysates using metabolic and evolutionary engineering. Biotechnol Biofuels. 2013;6:89.
Favaro L, Viktor M, Rose S, Viljoen-Bloom M, van Zyl W, Basaglia M, Cagnin L, Casella S. Consolidated bioprocessing of starchy substrates into ethanol by industrial Saccharomyces cerevisiae strains secreting fungal amylases. Biotechnol Bioeng. 2015;112:1751–60.
Solis-Escalante D, Kuijpers NGA, Bongaerts N, Bolat I, Bosman L, Pronk JT, Daran JM, Daran-Lapujade P. amdSYM, a new dominant recyclable marker cassette for Saccharomyces cerevisiae. FEMS Yeast Res. 2013;13:126–39.
Hahn-Hägerdal B, Galbe M, Gorwa-Grauslund MF, Lidén G, Zacchi G. Bio-ethanol—the fuel of tomorrow from the residues of today. Trends Biotechnol. 2006;24:549–56.
Viktor MJ, Rose SH, van Zyl WH, Viljoen-Bloom M. Raw starch conversion by Saccharomyces cerevisiae expressing Aspergillus tubingensis amylases. Biotechnol Biofuels. 2013;6:167.
Cripwell RA, Rose SH, Viljoen-Bloom M, Van Zyl WH. Improved raw starch amylase production by Saccharomyces cerevisiae using codon optimisation strategies. FEMS Yeast Res. 2019;19:foy127.
Henderson CM, Block DE. Examining the role of membrane lipid composition in determining the ethanol tolerance of Saccharomyces cerevisiae. Appl Environ Microbiol. 2014;80:2966–72.
Henderson CM, Zeno WF, Lerno LA, Longo ML, Block DE. Fermentation temperature modulates phosphatidylethanolamine and phosphatidylinositol levels in the cell membrane of Saccharomyces cerevisiae. Appl Environ Microbiol. 2013;79:5345–56.
Woo JM, Yang KM, Kim SU, Blank LM, Park JB. High temperature stimulates acetic acid accumulation and enhances the growth inhibition and ethanol production by Saccharomyces cerevisiae under fermenting conditions. Appl Microbiol Biotechnol. 2014;98:6085–94.
Sakwa L, Cripwell RA, Rose SH, Viljoen-Bloom M. Consolidated bioprocessing of raw starch with Saccharomyces cerevisiae strains expressing fungal alpha-amylase and glucoamylase combinations. FEMS Yeast Res. 2018;18:foy085.
Schmidt FR. Optimization and scale up of industrial fermentation processes. Appl Microbiol Biotechnol. 2005;68:425–35.
Favaro L, Basaglia M, Trento A, van Rensburg E, García-Aparicio M, van Zyl WH, Casella S. Exploring grape marc as trove for new thermotolerant and inhibitor-tolerant Saccharomyces cerevisiae strains for second-generation bioethanol production. Biotechnol Biofuels. 2013;6:168.
Khanahmadi M, Roostaazad R, Mitchell DA, Miranzadeh M, Bozorgmehri R, Safekordi A. Bed moisture estimation by monitoring of air stream temperature rise in packed-bed solid-state fermentation. Chem Eng Sci. 2016;61:5654–63.
Abdel-Banat BMA, Hoshida H, Ano A, Nonklang S, Akada R. High-temperature fermentation: how can processes for ethanol production at high temperatures become superior to the traditional process using mesophilic yeast? Appl Microbiol Biotechnol. 2010;85:861–7.
Banat IM, Nigam P, Singh D, Marchant R, McHale AP. Ethanol production at elevated temperatures and alcohol concentrations: part I—yeasts in general. World J Microbiol Biotechnol. 1998;14:809–21.
Mukhtar K, Asgher M, Afghan S, Hussain K, Zia-Ul-Hussnain S. Comparative study on two commercial strains of Saccharomyces cerevisiae for optimum ethanol production on industrial scale. J Biomed Biotechnol. 2010;210:419586.
Celińska E, Borkowska M, Białas W. Evaluation of a recombinant insect-derived amylase performance in simultaneous saccharification and fermentation process with industrial yeasts. Appl Microbiol Biotechnol. 2016;100:2693–707.
Da Silva NA, Srikrishnan S. Introduction and expression of genes for metabolic engineering applications in Saccharomyces cerevisiae. FEMS Yeast Res. 2012;12:197–214.
Cagnin L, Favaro L, Gronchi N, Rose SH, Basaglia M, van Zyl, WH, Casella S. Comparing laboratory and industrial yeast platforms for the direct conversion of cellobiose into ethanol under simulated industrial conditions. FEMS Yeast Res. 2019, foz018 (in press).
Kavšček M, Stražar M, Curk T, Natter K, Petrovič U. Yeast as a cell factory: current state and perspectives. Microb Cell Fact. 2015;14:94.
Cho KM, Yoo YJ, Kang HS. δ-Integration of endo/exoglucanase and β-glucosidase genes into the yeast chromosomes for direct conversion of cellulose to ethanol. Enzyme Microb Technol. 1999;25:23–30.
Cinelli BA, Castilho LR, Freire DMG, Castro AM. A brief review on the emerging technology of ethanol production by cold hydrolysis of raw starch. Fuel. 2015;150:721–9.
DuPont. Granular starch hydrolyzing enzyme for ethanol production, 2012. p. 2–3.
Gronchi N, Favaro L, Cagnin L, Brojanigo S, Pizzocchero V, Basaglia M, Casella S. Novel yeast strains for the efficient saccharification and fermentation of starchy by-products to bioethanol. Energies. 2019;12:714.
Wallace-Salinas V, Gorwa-Grauslund MF. Adaptive evolution of an industrial strain of Saccharomyces cerevisiae for combined tolerance to inhibitors and temperature. Biotechnol Biofuels. 2013;6:151.
Stovicek V, Borja GM, Forster J, Borodina I. EasyClone 2.0: expanded toolkit of integrative vectors for stable gene expression in industrial Saccharomyces cerevisiae strains. J Ind Microbiol Biotechnol. 2015;42:1519–31.
Yamakawa S, Yamada R, Tanaka T, Ogino C, Kondo A. Repeated fermentation from raw starch using Saccharomyces cerevisiae displaying both glucoamylase and α-amylase. Enzyme Microb Technol. 2012;50:343–7.
Wong D, Batt Throne SB, Robertson GH, Lee CC, Wagschal KC. Chromosomal integration of both an alpha-amylase and a glucoamylase gene in Saccharomyces cerevisiae for starch conversion. Ind Biotechnol. 2010;6:112–9.
Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T. Molecular cloning: A laboratory manual. Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Laboratory Press; 1989. p. 34.
Bankevich A, Nurk S, Antipov D, Gurevich AA, Dvorkin M, Kulikov AS, Lesin MV, Nikolensko SI, Pham S, Prjibelski AD, Pyshkin AV, Sirotkin AV, Vyahhi N, Tesler N, Alekseyev MA, Pevzneret PA. SPAdes: a new genome assembly algorithm and its applications to single-cell sequencing. J Comput Biol. 2012;19:455–77.
Langmead B, Salzberg LS. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nat Methods. 2012;9:357–9.
Maury J, Germann SM, Jacobsen SAB, Jensen NB, Kildegaard KR, Herrgård MJ, Schneider K, Koza A, Forster J, Nielsen J, Borodina I. EasyCloneMulti: a set of vectors for simultaneous and multiple genomic integrations in Saccharomyces cerevisiae. PLoS ONE. 2016;11:e0150394.
Miller GL. Use of dinitrosalicyclic acid reagent for determination of reducing sugars. Anal Chem. 1959;31:426–8.
Favaro L, Jooste T, Basaglia M, Rose SH, Saayman M, Göorgens JF, Casella S, van Zyl WH. Codon-optimized glucoamylase sGAI of Aspergillus awamori improves starch utilization in an industrial yeast. Appl Microbiol Biotechnol. 2012;95:957–68.
Njokweni A, Rose SH, van Zyl WH. Fungal β-glucosidase expression in Saccharomyces cerevisiae. J Mol Microbiol Biotechnol. 2012;39:1445–52.