Phân tích metabolomics và transcriptomics so sánh tiết lộ mạng lưới đồng biểu hiện của con đường chuyển hóa carotenoid trong chùm bông của Setaria italica

Hui Li1, Shangling Han1, Yiqiong Huo1, Guifang Ma1, Zhaoxia Sun2,1, Hongying Li2,1, Siyu Hou2,1, Yuanhuai Han2,1
1College of Agriculture, Institute of Agricultural Bioengineering, Shanxi Agricultural University, Taigu, China
2Shanxi Key Laboratory of Germplasm Innovation and Molecular Breeding of Minor Crop, Taigu, China

Tóm tắt

Hạt của cây kiều mạch được làm giàu carotenoid, điều này mang lại cho cây màu vàng và giá trị dinh dưỡng cực cao. Tuy nhiên, cơ chế điều chỉnh phân tử và mạng lưới đồng biểu hiện gene cơ sở vẫn chưa được làm rõ. Loài carotenoid và hàm lượng đã được phát hiện bằng HPLC cho hai giống kiều mạch tại ba giai đoạn phát triển chùm bông. Dựa trên phân tích BLAST chuỗi đồng hình, các gene liên quan đến chuyển hóa carotenoid đã được xác định từ cơ sở dữ liệu genome của kiều mạch. Các miền protein bảo tồn, vị trí nhiễm sắc thể, cấu trúc gene và cây phát sinh chủng loài đã được phân tích bằng các công cụ tin sinh học. RNA-seq đã được thực hiện cho những mẫu này để xác định các gene biểu hiện khác biệt (DEGs). Phân tích tương quan Pearson đã được thực hiện giữa biểu hiện của các gene liên quan đến chuyển hóa carotenoid và hàm lượng của các chất chuyển hóa carotenoid. Hơn nữa, mức độ biểu hiện của các DEGs chính đã được xác minh bằng qRT-PCR. Mạng lưới đồng biểu hiện gene được xây dựng thông qua phân tích mạng lưới đồng biểu hiện gene có trọng số (WGCNA). Các chất chuyển hóa carotenoid chính trong chùm bông của DHD và JG21 là lutein và β-carotene. Hàm lượng các chất chuyển hóa carotenoid này giảm mạnh trong giai đoạn phát triển chùm bông. Hàm lượng lutein và β-carotene cao nhất tại giai đoạn S1 của DHD, với giá trị lần lượt là 11.474 μg /100 mg và 12.524 μg /100 mg. Năm mươi bốn gene liên quan đến chuyển hóa carotenoid đã được xác định trong genome của kiều mạch. Phân tích yếu tố cis-acting cho thấy các promoter gene này chủ yếu chứa các yếu tố cis-acting như ‘hormone thực vật’, ‘kháng stress hạn hán’, ‘vùng gắn MYB’, ‘đặc hiệu endosperm’ và ‘đặc hiệu hạt’, đặc biệt là các yếu tố ‘phản ứng ánh sáng’ và ‘phản ứng ABA’. Trong các con đường chuyển hóa carotenoid, SiHDS, SiHMGS3, SiPDS và SiNCED1 biểu hiện cao hơn trong chùm bông của kiều mạch. Biểu hiện của SiCMT, SiAACT3, SiPSY1, SiZEP1/2 và SiCCD8c/8d có tương quan đáng kể với hàm lượng lutein. Biểu hiện của SiCMT, SiHDR, SiIDI2, SiAACT3, SiPSY1 và SiZEP1/2 có tương quan đáng kể với hàm lượng β-carotene. WGCNA cho thấy mô hình san hô có tương quan cao với lutein và β-carotene, và 13 gene cấu trúc từ đường tổng hợp carotenoid đã được xác định. Hình ảnh hóa mạng lưới tiết lộ 25 gene trung tâm trong nội mô có thể kiểm soát quá trình chuyển hóa carotenoid. Dựa trên phân tích tích hợp về transcriptomics và metabolomics carotenoid, chúng tôi phát hiện rằng các DEGs liên quan đến chuyển hóa carotenoid có tương quan mạnh hơn với hàm lượng chất chuyển hóa carotenoid chính. Phân tích tương quan và WGCNA đã xác định và dự đoán mạng lưới điều hòa gene liên quan đến chuyển hóa carotenoid. Những kết quả này đặt nền tảng cho việc khám phá các gene mục tiêu chính điều chỉnh lưu lượng chuyển hóa carotenoid trong chùm bông của kiều mạch. Chúng tôi hy vọng rằng các gene mục tiêu này có thể được sử dụng để biến đổi gen kiều mạch nhằm tăng cường hàm lượng carotenoid trong tương lai.

Từ khóa

#carotenoid #kiều mạch #metabolomics #transcriptomics #đất trồng #gene đồng biểu hiện #mạng lưới điều hòa gene

Tài liệu tham khảo

Doust AN, et al. Foxtail millet: a sequence-driven grass model system. Plant Physiol. 2009;149(1):137–41.

Diao X, Jia G. Origin and domestication of foxtail millet. In: Doust A, Diao X, editors. Genetics and genomics of setaria. Cham: Springer International Publishing; 2017. p. 61–72.

Zhang G, et al. Genome sequence of foxtail millet (Setaria italica) provides insights into grass evolution and biofuel potential. Nat Biotechnol. 2012;30(6):549–54.

Bennetzen JL, et al. Reference genome sequence of the model plant Setaria. Nat Biotechnol. 2012;30(6):555–61.

Yang Z, et al. A mini foxtail millet with an Arabidopsis-like life cycle as a C4 model system. Nat Plants. 2020;6(9):1167–78.

Wang J, et al. De novo genome assembly of a foxtail millet cultivar Huagu11 uncovered the genetic difference to the cultivar Yugu1, and the genetic mechanism of imazethapyr tolerance. BMC Plant Biol. 2021;21(1):271.

Peng R, Zhang B. Foxtail millet: a new model for C4 plants. Trends Plant Sci. 2021;26(3):199–201.

Lata C, Gupta S, Prasad M. Foxtail millet: a model crop for genetic and genomic studies in bioenergy grasses. Crit Rev Biotechnol. 2013;33(3):328–43.

Okarter N, Liu RH. Health benefits of whole grain phytochemicals. Crit Rev Food Sci Nutr. 2010;50(3):193–208.

Shen R, et al. Identification of carotenoids in foxtail millet (Setaria italica) and the effects of cooking methods on carotenoid content. J Cereal Sci. 2015;61:86–93.

Zhang B, et al. Carotenoid composition and expression of biosynthetic genes in yellow and white foxtail millet [Setaria italica (L.) Beauv]. J Cereal Sci. 2019;85:84–90.

Fiedor J, Burda K. Potential role of carotenoids as antioxidants in human health and disease. Nutrients. 2014;6(2):466–88.

Moreau RA, et al. A comparison of the levels of oil, carotenoids, and lipolytic enzyme activities in modern lines and hybrids of grain sorghum. J Am Oil Chem Soc. 2016;93(4):569–73.

Lamberts L, Delcour JA. Carotenoids in raw and parboiled brown and milled rice. J Agric Food Chem. 2008;56(24):11914–9.

Qin X, et al. Distinct expression and function of carotenoid metabolic genes and homoeologs in developing wheat grains. BMC Plant Biol. 2016;16(1):155.

Rodriguez-Concepcion M. Supply of precursors for carotenoid biosynthesis in plants. Arch Biochem Biophys. 2010;504(1):118–22.

Vranova E, Coman D, Gruissem W. Network analysis of the MVA and MEP pathways for isoprenoid synthesis. Annu Rev Plant Biol. 2013;64:665–700.

Watkins JL, Pogson BJ. Prospects for carotenoid biofortification targeting retention and catabolism. Trends Plant Sci. 2020;25(5):501–12.

Bae G, Choi G. Decoding of light signals by plant phytochromes and their interacting proteins. Annu Rev Plant Biol. 2008;59(1):281–311.

Shi H, et al. Arabidopsis DET1 degrades HFR1 but stabilizes PIF1 to precisely regulate seed germination. Proc Natl Acad Sci. 2015;112(12):3817.

Lu S, et al. A fruit ripening-associated transcription factor CsMADS5 positively regulates carotenoid biosynthesis in citrus. J Exp Bot. 2015;72(8):3028–43.

Paine JA, et al. Improving the nutritional value of Golden Rice through increased pro-vitamin a content. Nat Biotechnol. 2005;23(4):482–7.

Zunjare RU, et al. Influence of rare alleles of β-carotene hydroxylase and lycopene epsilon cyclase genes on accumulation of provitamin a carotenoids in maize kernels. Plant Breed. 2017;136(6):872–80.

Cao H, et al. A neighboring aromatic-aromatic amino acid combination governs activity divergence between tomato phytoene synthases. Plant Physiol. 2019;180(4):1988–2003.

Macrae A, et al. Phenology of the genetic model Setaria viridis (Poaceae) according to the BBCH-scale of development. Bot J Linn Soc. 2020;192(1):224–41.

Nogueira M, et al. Subchromoplast sequestration of carotenoids affects regulatory mechanisms in tomato lines expressing different carotenoid gene combinations. Plant Cell. 2013;25(11):4560–79.

Chen C, et al. TBtools: an integrative toolkit developed for interactive analyses of big biological data. Mol Plant. 2020;13(8):1194–202.

Nicolaides NC, Stoeckert CJ Jr. A simple, efficient method for the separate isolation of RNA and DNA from the same cells. Biotechniques. 1990;8(2):154–6.

Pertea M, et al. Transcript-level expression analysis of RNA-seq experiments with HISAT, StringTie and Ballgown. Nat Protoc. 2016;11(9):1650–67.

Wang L, et al. DEGseq: an R package for identifying differentially expressed genes from RNA-seq data. Bioinformatics. 2010;26(1):136–8.

Kanehisa M, et al. KEGG for linking genomes to life and the environment. Nucleic Acids Res. 2008;36(Database issue):D480–4.

Livak KJ, Schmittgen TD. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(−Delta Delta C(T)) method. Methods. 2001;25(4):402–8.

Brinkman H-J, et al. High food prices and the global financial crisis have reduced access to nutritious food and worsened nutritional status and health. J Nutr. 2010;140(1):153S–61S.

Digesù AM, et al. Genetic variability in yellow pigment components in cultivated and wild tetraploid wheats. J Cereal Sci. 2009;50(2):210–8.

Leenhardt F, et al. Genetic variability of carotenoid concentration, and lipoxygenase and peroxidase activities among cultivated wheat species and bread wheat varieties. Eur J Agron. 2006;25(2):170–6.

Taylor KL, et al. High-performance liquid chromatography profiling of the major carotenoids in Arabidopsis thaliana leaf tissue. J Chromatogr A. 2006;1121(1):83–91.

Song J, et al. Comparison of carotenoid composition in immature and mature grains of corn (Zea Mays L.) varieties. Int J Food Prop. 2016;19(2):351–8.

Owens BF, et al. A foundation for provitamin a biofortification of maize: genome-wide association and genomic prediction models of carotenoid levels. Genetics. 2014;198(4):1699–716.

Li P, et al. Carotenoid biosynthetic genes in Brassica rapa: comparative genomic analysis, phylogenetic analysis, and expression profiling. BMC Genomics. 2015;16(1):492.

Blanc G, Wolfe KH. Functional divergence of duplicated genes formed by polyploidy during Arabidopsis evolution[W]. Plant Cell. 2004;16(7):1679–91.

Carretero-Paulet L, et al. Enhanced flux through the methylerythritol 4-phosphate pathway in Arabidopsis plants overexpressing deoxyxylulose 5-phosphate reductoisomerase. Plant Mol Biol. 2006;62(4):683–95.

Walter MH, Hans J, Strack D. Two distantly related genes encoding 1-deoxy-d-xylulose 5-phosphate synthases: differential regulation in shoots and apocarotenoid-accumulating mycorrhizal roots. Plant J. 2002;31(3):243–54.

Phillips MA, et al. Functional identification and differential expression of 1-deoxy-d-xylulose 5-phosphate synthase in induced terpenoid resin formation of Norway spruce (Picea abies). Plant Mol Biol. 2007;65(3):243–57.

Cordoba E, et al. Functional characterization of the three genes encoding 1-deoxy-D-xylulose 5-phosphate synthase in maize. J Exp Bot. 2011;62(6):2023–38.

Berthelot K, et al. Isopentenyl diphosphate isomerase: a checkpoint to isoprenoid biosynthesis. Biochimie. 2012;94(8):1621–34.

Albrecht M, Sandmann G. Light-stimulated carotenoid biosynthesis during transformation of maize etioplasts is regulated by increased activity of isopentenyl pyrophosphate isomerase. Plant Physiol. 1994;105(2):529–34.

Sun J, et al. A novel cytoplasmic isopentenyl diphosphate isomerase gene from tomato (Solanum lycopersicum): cloning, expression, and color complementation. Plant Mol Biol Report. 2010;28(3):473–80.

Gallagher C, Cervantes-Cervantes M, Wurtzel E. Surrogate biochemistry: use of Escherichia coli to identify plant cDNAs that impact metabolic engineering of carotenoid accumulation. Appl Microbiol Biotechnol. 2003;60(6):713–9.

Jin H, Song Z, Nikolau BJ. Reverse genetic characterization of two paralogous acetoacetyl CoA thiolase genes in Arabidopsis reveals their importance in plant growth and development. Plant J. 2012;70(6):1015–32.

Ye X, et al. Engineering the provitamin a (β-carotene) biosynthetic pathway into (carotenoid-free) rice endosperm. Science. 2000;287(5451):303.

Fraser PD, et al. Manipulation of phytoene levels in tomato fruit: effects on isoprenoids, plastids, and intermediary metabolism. Plant Cell. 2007;19(10):3194–211.

Tomato Genome C. The tomato genome sequence provides insights into fleshy fruit evolution. Nature. 2012;485(7400):635–41.

Li F, Murillo C, Wurtzel ET. Maize Y9 encodes a product essential for 15-cis-zeta-carotene isomerization. Plant Physiol. 2007;144(2):1181–9.

Xi W, et al. The genes of CYP, ZEP, and CCD1/4 play an important role in controlling carotenoid and aroma volatile apocarotenoid accumulation of apricot fruit. Front Plant Sci. 2020;11:2105.

Suematsu K, et al. Comparative transcriptome analysis implied a ZEP paralog was a key gene involved in carotenoid accumulation in yellow-fleshed sweetpotato. Sci Rep. 2020;10(1):20607.

Gonzalez-Jorge S, et al. ZEAXANTHIN EPOXIDASE activity potentiates carotenoid degradation in maturing seed. Plant Physiol. 2016;171(3):1837–51.

Cruet-Burgos C, et al. Advancing provitamin a biofortification in sorghum: Genome-wide association studies of grain carotenoids in global germplasm. Plant Genome. 2020;13(1):e20013.

Schaub P, et al. Nonenzymatic β-carotene degradation in provitamin a-biofortified crop plants. J Agric Food Chem. 2017;65(31):6588–98.

Bruno M, et al. Enzymatic study on AtCCD4 and AtCCD7 and their potential to form acyclic regulatory metabolites. J Exp Bot. 2016;67(21):5993–6005.

Ohmiya A, et al. Carotenoid cleavage dioxygenase (CmCCD4a) contributes to white color formation in chrysanthemum petals. Plant Physiol. 2006;142(3):1193–201.

García-Limones C, et al. Functional characterization of FaCCD1: a carotenoid cleavage dioxygenase from strawberry involved in lutein degradation during fruit ripening. J Agric Food Chem. 2008;56(19):9277–85.

Campbell R, et al. The metabolic and developmental roles of carotenoid cleavage dioxygenase4 from potato. Plant Physiol. 2010;154(2):656–64.

Shin J, et al. Phytochromes promote seedling light responses by inhibiting four negatively-acting phytochrome-interacting factors. Proc Natl Acad Sci. 2009;106(18):7660.

Shen H, et al. Light-induced phosphorylation and degradation of the negative regulator PHYTOCHROME-INTERACTING FACTOR1 from Arabidopsis depend upon its direct physical interactions with photoactivated phytochromes. Plant Cell. 2008;20(6):1586–602.

Toledo-Ortiz G, Huq E, Rodríguez-Concepción M. Direct regulation of phytoene synthase gene expression and carotenoid biosynthesis by phytochrome-interacting factors. Proc Natl Acad Sci. 2010;107(25):11626.

Zhu L, et al. CUL4 forms an E3 ligase with COP1 and SPA to promote light-induced degradation of PIF1. Nat Commun. 2015;6(1):7245.

Alvarez J, Smyth DR. CRABS CLAW and SPATULA, two Arabidopsis genes that control carpel development in parallel with AGAMOUS. Development. 1999;126(11):2377–86.

Tsiantis M. Plant development: multiple strategies for breaking seed dormancy. Curr Biol. 2006;16(1):R25–7.

Josse E-M, et al. A DELLA in disguise: SPATULA restrains the growth of the developing arabidopsis seedling. Plant Cell. 2011;23(4):1337–51.

Penfield S, et al. Cold and light control seed germination through the bHLH transcription factor SPATULA. Curr Biol. 2005;15(22):1998–2006.

Vaistij FE, et al. MOTHER-OF-FT-AND-TFL represses seed germination under far-red light by modulating phytohormone responses in Arabidopsis thaliana. Proc Natl Acad Sci. 2018;115(33):8442.

Eriksson EM, et al. Effect of the colorless non-ripening mutation on cell wall biochemistry and gene expression during tomato fruit development and ripening. Plant Physiol. 2004;136(4):4184–97.

Wang J-W, Czech B, Weigel D. miR156-regulated SPL transcription factors define an endogenous flowering pathway in Arabidopsis thaliana. Cell. 2009;138(4):738–49.

Gandikota M, et al. The miRNA156/157 recognition element in the 3′ UTR of the Arabidopsis SBP box gene SPL3 prevents early flowering by translational inhibition in seedlings. Plant J. 2007;49(4):683–93.

Wei S, et al. Enhanced seed carotenoid levels and branching in transgenic Brassica napus expressing the Arabidopsis miR156b gene. J Agric Food Chem. 2010;58(17):9572–8.

Stanley L, Yuan Y-W. Transcriptional regulation of carotenoid biosynthesis in plants: so many regulators, so little consensus. Front Plant Sci. 2019;10:1017.

Fujisawa M, Nakano T, Ito Y. Identification of potential target genes for the tomato fruit-ripening regulator RIN by chromatin immunoprecipitation. BMC Plant Biol. 2011;11(1):26.

Fujisawa M, et al. A large-scale identification of direct targets of the tomato MADS box transcription factor RIPENING INHIBITOR reveals the regulation of fruit ripening. Plant Cell. 2013;25(2):371–86.

Giménez E, et al. Functional analysis of the Arlequin mutant corroborates the essential role of the Arlequin/TAGL1 gene during reproductive development of tomato. PLoS One. 2010;5(12):e14427.

Itkin M, et al. TOMATO AGAMOUS-LIKE 1 is a component of the fruit ripening regulatory network. Plant J. 2009;60(6):1081–95.

Martel C, et al. The tomato MADS-box transcription factor RIPENING INHIBITOR interacts with promoters involved in numerous ripening processes in a COLORLESS NONRIPENING-dependent manner. Plant Physiol. 2011;157(3):1568–79.

Shima Y, et al. Tomato FRUITFULL homologues act in fruit ripening via forming MADS-box transcription factor complexes with RIN. Plant Mol Biol. 2013;82(4):427–38.