Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phân tích transcriptome và metabolome kết hợp tiết lộ cơ chế điều hòa đặc trưng theo giống ở cừu Dorper và cừu Tan
Tóm tắt
Cừu Dorper và cừu Tan nổi tiếng với sự phát triển nhanh chóng và chất lượng thịt vượt trội. Nghiên cứu trước đây đã cung cấp bằng chứng về tác động của hệ vi sinh vật đường ruột đến những đặc tính giống. Mối tương quan chính xác giữa ống tiêu hóa và các cơ quan ngoại biên ở mỗi giống vẫn chưa rõ ràng. Khảo sát mạng lưới chuyển hóa của cơ quan ruột có tiềm năng cải thiện hiệu suất tăng trưởng của động vật và tăng lợi ích kinh tế thông qua việc điều chỉnh các chuyển hóa chất trong ruột. Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã xác định lợi thế tăng trưởng của cừu Dorper và hàm lượng chất béo cao của cừu Tan. Nghiên cứu về transcriptome của não, gan, cơ xương và mô ruột của cả hai giống đã phát hiện 3.750 gen được biểu hiện khác nhau (DEGs). Các gen PPARGC1A, LPL và PHGDH được tìm thấy có mức độ biểu hiện cao ở cừu Dorper, dẫn đến việc điều chỉnh lên các con đường liên quan đến sự oxy hóa lipid, chuyển hóa glycerophospholipid và đồng hóa axit amin. Cừu Tan biểu hiện cao các gen BSEP, LDLR và ACHE, điều chỉnh lên các con đường liên quan đến vận chuyển mật và cân bằng cholesterol. Phân tích nội dung ruột sau (hindgut) xác định 200 chuyển hóa chất tích lũy khác nhau (DAMs). Purine, pyrimidine, axit mật và các chất béo có mặt với số lượng phong phú hơn ở cừu Dorper. Dựa trên phân tích kết hợp gen và chuyển hóa, chúng tôi xác định rằng chuyển hóa glycine, serine, và threonine, chuyển hóa tryptophan, bài tiết mật, chuyển hóa cholesterol và tương tác giữa ligand hoạt tính thần kinh và thụ thể là những yếu tố chính góp phần vào sự khác biệt giữa các giống. Nghiên cứu này chỉ ra rằng các giống cừu khác nhau thể hiện các đặc tính giống độc đáo thông qua nhiều phương pháp điều hòa sinh lý khác nhau. Cừu Dorper điều chỉnh lên các tín hiệu chuyển hóa liên quan đến glycine, serine, và threonine, dẫn đến sự gia tăng của purine và pyrimidine. Điều này, theo đó, thúc đẩy quá trình tổng hợp axit amin và tạo điều kiện cho sự phát triển cơ thể, dẫn đến tốc độ tăng cân nhanh hơn. Cừu Tan tăng cường vận chuyển mật, giảm tích tụ mật trong ruột và điều chỉnh lên các tín hiệu cân bằng cholesterol trong cơ bắp xương. Điều này thúc đẩy sự tích tụ chất béo ngoại biên và intra-muscular, cải thiện chất lượng thịt. Công trình này áp dụng phương pháp phân tích liên hợp của transcriptome đa mô và metabolome ruột, cung cấp một trường hợp thành công cho việc phân tích các cơ chế cơ bản dẫn đến sự hình thành của các đặc điểm khác nhau.
Từ khóa
#cừu Dorper #cừu Tan #microbiota đường ruột #biểu hiện gen #chuyển hóa chất #chế độ ăn uống #chất lượng thịtTài liệu tham khảo
Lonergan SM, Topel DG, Marple DN. Chapter 5 - Fat and fat cells in domestic animals. In: Lonergan SM, Topel DG, Marple DN, editors. The Science of Animal Growth and Meat Technology (Second Edition). Academic Press; 2019. p. 51–69.
Lonergan SM, Topel DG, Marple DN. Chapter 1 - Historical perspectives of the meat and animal industry and their relationship to animal growth, body composition, and meat technology. In: Lonergan SM, Topel DG, Marple DN, editors. The Science of Animal Growth and Meat Technology (Second Edition). Academic Press; 2019. p. 1–17.
Amills M, Clop A, Óvilo C. Chapter 3 - Nutrigenomics of lipid supplementation in ruminants and pigs. In: Galanakis CM, editor. Lipids and Edible Oils. Academic Press; 2020. p. 93–131.
Qaid MM, Abdelrahman MM. Role of insulin and other related hormones in energy metabolism—A review. Cogent Food & Agriculture. 2016;2:1267691.
Schroeder BO, Bäckhed F. Signals from the gut microbiota to distant organs in physiology and disease. Nat Med. 2016;22:1079–89.
Ahlawat S, Asha, Sharma KK. Gut–organ axis: a microbial outreach and networking. Appl Microbiol. 2021;72:636–68.
Liébana-García R, Olivares M, Bullich-Vilarrubias C, López-Almela I, Romaní-Pérez M, Sanz Y. The gut microbiota as a versatile immunomodulator in obesity and associated metabolic disorders. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 2021;35:101542.
Ahlawat S, Asha null, Sharma KK. Gut-organ axis: a microbial outreach and networking. Lett Appl Microbiol. 2021;72:636–68.
Canfora EE, Meex RCR, Venema K, Blaak EE. Gut microbial metabolites in obesity, NAFLD and T2DM. Nat Rev Endocrinol. 2019;15:261–73.
Carabotti M, Scirocco A, Maselli MA, Severi C. The gut-brain axis: interactions between enteric microbiota, central and enteric nervous systems. Ann Gastroenterol. 2015;28:203–9.
Albillos A, de Gottardi A, Rescigno M. The gut-liver axis in liver disease: Pathophysiological basis for therapy. J Hepatol. 2020;72:558–77.
Przew\lócka K, Folwarski M, Kaźmierczak-Siedlecka K, Skonieczna-Żydecka K, Kaczor JJ. Gut-muscle axis exists and may affect skeletal muscle adaptation to training. Nutrients. 2020;12:1451.
Du X, Li F, Kong F, Cui Z, Li D, Wang Y, et al. Altitude-adaption of gut microbiota in Tibetan chicken. Poult Sci. 2022;101:101998.
Wang B, Luo Y, Su R, Yao D, Hou Y, Liu C, et al. Impact of feeding regimens on the composition of gut microbiota and metabolite profiles of plasma and feces from Mongolian sheep. J Microbiol. 2020;58:472–82.
Liu W, Wang Q, Song J, Xin J, Zhang S, Lei Y, et al. Comparison of Gut Microbiota of Yaks From Different Geographical Regions. Front Microbiol. 2021;12:666940.
Wang Y, Chen X, Fan W, Zhang X, Zhan S, Zhong T, et al. Integrated application of metabolomics and RNA-seq reveals thermogenic regulation in goat brown adipose tissues. FASEB J. 2021;35:e21868.
Srikanth K, Park J-E, Ji SY, Kim KH, Lee YK, Kumar H, et al. Genome-Wide transcriptome and metabolome analyses provide novel insights and suggest a sex-specific response to heat stress in pigs. Genes. 2020;11:540.
Ma Y, Yang X, Hua G, Deng X, Xia T, Li X, et al. Contribution of gut microbiomes and their metabolomes to the performance of Dorper and Tan sheep. Front Microbiol. 2022;13:1047744.
Yang Y, Li J, Jia X, Zhao Q, Ma Q, Yu Y, et al. Characterization of the Flavor Precursors and Flavor Fingerprints in Grazing Lambs by Foodomics. Foods. 2022;11:191.
Snowder GD, Duckett SK. Evaluation of the South African Dorper as a terminal sire breed for growth, carcass, and palatability characteristics. J Anim Sci. 2003;81:368–75.
Rathore R, Schutt CR, Van Tine BA. PHGDH as a mechanism for resistance in metabolically-driven cancers. Cancer Drug Resistance. 2020;3:762–74.
Hsu C-N, Tain Y-L. Developmental programming and reprogramming of hypertension and kidney disease: impact of tryptophan metabolism. Int J Mol Sci. 2020;21:8705.
Lui JC, Baron J. Mechanisms Limiting Body Growth in Mammals. Endocr Rev. 2011;32:422–40.
Naugler WE. Bile Acid Flux Is Necessary for Normal Liver Regeneration. PLoS One. 2014;9:e97426.
Vainshtein A, Sandri M. Signaling pathways that control muscle mass. Int J Mol Sci. 2020;21:4759.
Li T, Matozel M, Boehme S, Kong B, Nilsson L-M, Guo G, et al. Overexpression of cholesterol 7α-hydroxylase promotes hepatic bile acid synthesis and secretion and maintains cholesterol homeostasis. Hepatology. 2011;53:996–1006.
Macierzanka A, Torcello-Gómez A, Jungnickel C, Maldonado-Valderrama J. Bile salts in digestion and transport of lipids. Adv Coll Interface Sci. 2019;274:102045.
Ahmad TR, Haeusler RA. Bile acids in glucose metabolism and insulin signalling—mechanisms and research needs. Nat Rev Endocrinol. 2019;15:701–12.
Fiorucci S, Distrutti E, Carino A, Zampella A, Biagioli M. Bile acids and their receptors in metabolic disorders. Prog Lipid Res. 2021;82:101094.
Hofmann AF. The continuing importance of bile acids in liver and intestinal disease. Arch Intern Med. 1999;159:2647–58.
Ren T, Pang L, Dai W, Wu S, Kong J. Regulatory mechanisms of the bile salt export pump (BSEP/ABCB11) and its role in related diseases. Clin Res Hepatol Gastroenterol. 2021;45:101641.
Hagenbuch B, Meier PJ. Molecular cloning, chromosomal localization, and functional characterization of a human liver Na+/bile acid cotransporter. J Clin Invest. 1994;93:1326–31.
Oude Elferink RPJ, Paulusma CC. Function and pathophysiological importance of ABCB4 (MDR3 P-glycoprotein). Pflugers Arch - Eur J Physiol. 2007;453:601–10.
Figge A, Lammert F, Paigen B, Henkel A, Matern S, Korstanje R, et al. Hepatic Overexpression of Murine Abcb11 Increases Hepatobiliary Lipid Secretion and Reduces Hepatic Steatosis *. J Biol Chem. 2004;279:2790–9.
Wu G, Vance DE. Choline kinase and its function. Biochem Cell Biol. 2010;88:559–64.
de Diego-Cabero N, Mereu A, Menoyo D, Holst JJ, Ipharraguerre IR. Bile acid mediated effects on gut integrity and performance of early-weaned piglets. BMC Vet Res. 2015;11:111.
Wu D, Gu M, Wei Z, Bai C, Su G, Liu X, et al. Myostatin knockout regulates bile acid metabolism by promoting bile acid synthesis in cattle. Animals. 2022;12:205.
Pacold ME, Brimacombe KR, Chan SH, Rohde JM, Lewis CA, Swier LJYM, et al. A PHGDH inhibitor reveals coordination of serine synthesis and one-carbon unit fate. Nat Chem Biol. 2016;12:452–8.
Clark AR, Dean JLE. The control of inflammation via the phosphorylation and dephosphorylation of tristetraprolin: a tale of two phosphatases. Biochem Soc Trans. 2016;44:1321–37.
Cheng Z-X, Guo C, Chen Z-G, Yang T-C, Zhang J-Y, Wang J, et al. Glycine, serine and threonine metabolism confounds efficacy of complement-mediated killing. Nat Commun. 2019;10:3325.
Amelio I, Cutruzzolá F, Antonov A, Agostini M, Melino G. Serine and glycine metabolism in cancer. Trends Biochem Sci. 2014;39:191–8.
Bazer FW, Seo H, Johnson GA, Wu G. One-Carbon Metabolism and Development of the Conceptus During Pregnancy: Lessons from Studies with Sheep and Pigs. Adv Exp Med Biol. 2021;1285:1–15.
Alkhalaf LM, Ryan KS. Biosynthetic manipulation of tryptophan in bacteria: pathways and mechanisms. Chem Biol. 2015;22:317–28.
Kamei Y, Ohizumi H, Fujitani Y, Nemoto T, Tanaka T, Takahashi N, et al. PPARgamma coactivator 1beta/ERR ligand 1 is an ERR protein ligand, whose expression induces a high-energy expenditure and antagonizes obesity. Proc Natl Acad Sci U S A. 2003;100:12378–83.
Park B-Y, Jeon J-H, Go Y, Ham HJ, Kim J-E, Yoo EK, et al. PDK4 Deficiency Suppresses Hepatic Glucagon Signaling by Decreasing cAMP Levels. Diabetes. 2018;67:2054–68.
Bryant NJ, Govers R, James DE. Regulated transport of the glucose transporter GLUT4. Nat Rev Mol Cell Biol. 2002;3:267–77.
Stenbit AE, Tsao TS, Li J, Burcelin R, Geenen DL, Factor SM, et al. GLUT4 heterozygous knockout mice develop muscle insulin resistance and diabetes. Nat Med. 1997;3:1096–101.
Kang C, Li JL. Role of PGC-1α signaling in skeletal muscle health and disease. Ann N Y Acad Sci. 2012;1271:110–7.
Zheng Z, Li Y, Jin G, Huang T, Zou M, Duan S. The biological role of arachidonic acid 12-lipoxygenase (ALOX12) in various human diseases. Biomed Pharmacother. 2020;129:110354.
Murakami M, Yamamoto K, Miki Y, Murase R, Sato H, Taketomi Y. The Roles of the Secreted Phospholipase A2 Gene Family in Immunology. Adv Immunol. 2016;132:91–134.
Kühnen P, Krude H, Biebermann H. Melanocortin-4 Receptor Signalling: Importance for Weight Regulation and Obesity Treatment. Trends Mol Med. 2019;25:136–48.
Siu JJ, Queen NJ, Liu X, Huang W, McMurphy T, Cao L. Molecular Therapy of Melanocortin-4-Receptor Obesity by an Autoregulatory BDNF Vector. Mol Ther Methods Clin Dev. 2017;7:83–95.
Loos RJ, Lindgren CM, Li S, Wheeler E, Zhao JH, Prokopenko I, et al. Common variants near MC4R are associated with fat mass, weight and risk of obesity. Nat Genet. 2008;40:768–75.
Martinelli CE, Keogh JM, Greenfield JR, Henning E, van der Klaauw AA, Blackwood A, et al. Obesity due to melanocortin 4 receptor (MC4R) deficiency is associated with increased linear growth and final height, fasting hyperinsulinemia, and incompletely suppressed growth hormone secretion. J Clin Endocrinol Metab. 2011;96:E181–8.
Zhang L, Hernandez-Sanchez D, Herzog H. Regulation of Feeding-Related Behaviors by Arcuate Neuropeptide Y Neurons. Endocrinology. 2019;160:1411–20.
Katoh M. GIPC gene family (Review). Int J Mol Med. 2002;9:585–9.
Silman I, Sussman JL. Acetylcholinesterase: how is structure related to function? Chem Biol Interact. 2008;175:3–10.
Aylward BA, Johnson CN, Perry F, Whelan R, Zhang C, Arsenault RJ. Broiler chickens with 1950s genetics display a stable immune profile as measured by Kinome, mRNA expression, and metabolism when stimulated early in life with CpG. Poult Sci. 2022;101:101775.
Cressey D. Best way to kill lab animals sought. Nature. 2013;500:130–1.
Kanehisa M, Goto S. KEGG: kyoto encyclopedia of genes and genomes. Nucleic Acids Res. 2000;28:27–30.
Kanehisa M. Toward understanding the origin and evolution of cellular organisms. Protein Sci. 2019;28:1947–51.
Kanehisa M, Furumichi M, Sato Y, Kawashima M, Ishiguro-Watanabe M. KEGG for taxonomy-based analysis of pathways and genomes. Nucleic Acids Res. 2023;51:D587–92.
Bindea G, Mlecnik B, Hackl H, Charoentong P, Tosolini M, Kirilovsky A, et al. ClueGO: a Cytoscape plug-in to decipher functionally grouped gene ontology and pathway annotation networks. Bioinformatics. 2009;25:1091–3.
Livak KJ, Schmittgen TD. Analysis of Relative Gene Expression Data Using Real-Time Quantitative PCR and the 2−ΔΔCT Method. Methods. 2001;25:402–8.