Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phân tích và toàn bộ trình tự gen của vi khuẩn Bacillus velezensis 9D-6 sản xuất surfactin và bảo vệ thực vật
BMC Microbiology - 2019
Tóm tắt
Bacillus velezensis là một loại vi khuẩn đất tự do, hình thành bào tử có tiềm năng làm sinh vật kiểm soát sinh học đối với một loạt các tác nhân gây bệnh thực vật. Tiềm năng phát triển thương mại của nó được tăng cường nhờ khả năng sinh sản nhanh chóng và khả năng kháng lại các điều kiện môi trường bất lợi, đặc trưng của các loài Bacillus. Tuy nhiên, việc sử dụng vi khuẩn có lợi chống lại phytopathogen chưa trở nên nổi bật do những hạn chế có thể được khắc phục bằng các dòng vi khuẩn sinh vật sinh học mới và/hoặc những hiểu biết sinh học mới. Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã phân lập dòng B. velezensis 9D-6 và cho thấy rằng nó ức chế sự phát triển in vitro của các tác nhân gây bệnh prokaryotic và eukaryotic, bao gồm các vi khuẩn Clavibacter michiganensis, Pantoea agglomerans, Ralstonia solanacearum, Xanthomonas campestris, và Xanthomonas euvesicatoria; và nấm Alternaria solani, Cochliobolus carbonum, Fusarium oxysporum, Fusarium solani, Gibberella pulicaris, Gibberella zeae, Monilinia fructicola, Pyrenochaeta terrestris và Rhizoctonia solani. Các hợp chất kháng khuẩn có hoạt tính chống lại Clavibacter michiganensis đã được phân lập từ B. velezensis 9D-6 và được đặc trưng bởi kỹ thuật LC-MS/MS độ phân giải cao, cho công thức C52H91N7O13 và C53H93N7O13, tương ứng với surfactin C14 và C15 ([Leu7] surfactins, còn được gọi là surfactin B và surfactin C). Chúng tôi cũng đã giải trình tự gen B. velezensis 9D-6, bao gồm một nhiễm sắc thể hình tròn duy nhất và tiết lộ 13 cụm gen dự kiến tham gia vào sản xuất chuyển hóa kháng khuẩn, bao gồm surfactin và hai chuyển hóa phẩm chưa từng được tìm thấy trong loài này - ladderane và lantipeptide. Dù không thể ức chế sự phát triển của Pseudomonas syringae DC3000 trong thí nghiệm đĩa in vitro, B. velezensis 9D-6 đã làm giảm đáng kể sự định cư của rễ bởi DC3000, cho thấy rằng 9D-6 sử dụng các phương pháp khác ngoài các chất kháng khuẩn để kiểm soát phytopathogen trong môi trường. Cuối cùng, bằng cách sử dụng hybrid hóa DNA-DNA in silico (isDDH), chúng tôi xác nhận các phát hiện trước đó rằng nhiều dòng hiện đang được phân loại là B. amyloliquefaciens thực chất là B. velezensis. Dữ liệu được trình bày ở đây gợi ý B. velezensis 9D-6 là một ứng viên vi khuẩn thúc đẩy tăng trưởng thực vật (PGPB) và sinh vật kiểm soát sinh học, sử dụng một bộ kháng khuẩn độc đáo cũng như các cơ chế khác để bảo vệ thực vật khỏi phytopathogens. Kết quả của chúng tôi có thể đóng góp vào việc sử dụng trong tương lai của dòng này và sẽ đóng góp vào một cơ sở tri thức nhằm giúp nâng cao lĩnh vực kiểm soát sinh học vi sinh vật.
Từ khóa
#Bacillus velezensis #sinh vật kiểm soát sinh học #tác nhân gây bệnh thực vật #chuyển hóa kháng khuẩn #genomeTài liệu tham khảo
Aktar W, Sengupta D, Chowdhury A. Impact of pesticides use in agriculture: their benefits and hazards. Interdiscip Toxicol. 2009;2:1–12.
Vessey JK. Plant growth promoting rhizobacteria as biofertilizers. Plant Soil. 2003;255:571–86.
Verschuere L, Rombaut G, Sorgeloos P, Verstraete W. Probiotic bacteria as biological control agents in aquaculture. Microbiol Mol Biol Rev. 2000;64:655–71.
Gong AD, Li HP, Yuan QS, Song XS, Yao W, He WJ, et al. Antagonistic mechanism of iturin a and plipastatin a from Bacillus amyloliquefaciens S76-3 from wheat spikes against Fusarium graminearum. PLoS One. 2015;10:e0116871.
Compant S, Duffy B, Nowak J, Clément C, Barka EA. Use of plant growth-promoting bacteria for biocontrol of plant diseases: principles, mechanisms of action, and future prospects. Appl Environ Microbiol. 2005;71(9):4951–9.
Ruiz-García C, Béjar V, Martínez-Checa F, Llamas I, Quesada E. Bacillus velezensis sp. nov., a surfactant-producing bacterium isolated from the river Vélez in Málaga, southern Spain. Int J Syst Evol Micr. 2005;55:191–5.
Palazzini JM, Dunlap CA, Bowman MJ, Chulze SN. Bacillus velezensis RC 218 as a biocontrol agent to reduce Fusarium head blight and deoxynivalenol accumulation: genome sequencing and secondary metabolite cluster profiles. Microbiol Res. 2016;192:30–6.
Gao Z, Zhang B, Liu H, Han J, Zhang Y. Identification of endophytic Bacillus velezensis ZSY-1 strain and antifungal activity of its volatile compounds against Alternaria solani and Botrytis cinerea. Biol Control. 2017;105:27–39.
Case RJ, Boucher Y, Dahllöf I, Holmström C, Doolittle WF, Kjelleberg S. Use of 16S rRNA and rpoB genes as molecular markers for microbial ecology studies. Appl Environ Microbiol. 2007;73:278–88.
Daferera DJ, Ziogas BN, Polissiou MG. The effectiveness of plant essential oils on the growth of Botrytis cinerea, Fusarium sp. and Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis. Crop Prot 2003; 22:39–44.
Nandi M, MacDonald J, Liu P, Weselowski B, Yuan ZC. Clavibacter michiganensis ssp. michiganensis: bacterial canker of tomato, molecular interactions and disease management. Mol Plant Pathol. 2018;19:2036–50.
Jasim B, Sreelakshmi S, Mathew J, Radhakrishnan EK. Identification of endophytic Bacillus mojavensis with highly specialized broad spectrum antibacterial activity. 3 Biotech. 2016;6:187.
Cai XC, Liu CH, Wang BT, Xue YR. Genomic and metabolic traits endow Bacillus velezensis CC09 with a potential biocontrol agent in control of wheat powdery mildew disease. Microbiol Res. 2017;196:89–94.
Fan B, Blom J, Klenk HP, Borriss R. Bacillus amyloliquefaciens, Bacillus velezensis, and Bacillus siamensis Form an "Operational Group B. amyloliquefaciens" within the B. subtilis Species Complex. Front Microbiol. 2017;8:22.
van Zyl LJ, Matobole R, Nsole Biteghe FA, Klein T, Kirby B, Trindade M. Draft genome sequences of three Bacillus species from south African marine sponges. Genome Announc. 2016;4:e00143–16.
Lee H, Kim HY. Lantibiotics, class I bacteriocins from the genus Bacillus. J Microbiol Biotechnol. 2011;21:229–35.
Van der Donk WA, Nair SK. Structure and mechanism of lanthipeptide biosynthetic enzymes. Curr Opin Struc Biol. 2014;29:58–66.
López-Lara IM, Geiger O. Bacterial lipid diversity. Biochim Biophys Acta. 1862;2017:1287–99.
Cimermancic P, Medema MH, Claesen J, Kurita K, Wieland Brown LC, Mavrommatis K, et al. Insights into secondary metabolism from a global analysis of prokaryotic biosynthetic gene clusters. Cell. 2014;158:412–21.
Schöner TA, Gassel S, Osawa A, Tobias NJ, Okuno Y, Sakakibara Y, et al. Aryl polyenes, a highly abundant class of bacterial natural products, are functionally related to antioxidative carotenoids. Chembiochem. 2016;17:247–53.
Ryu CM1, Farag MA, Hu CH, Reddy MS, Kloepper JW, Paré PW. Bacterial volatiles induce systemic resistance in Arabidopsis. Plant Physiol. 2004;134:1017–26.
Palmer T, Berks BC. The twin-arginine translocation (tat) protein export pathway. Nat Rev Microbiol. 2012;10:483–96.
Denks K, Vogt A, Sachelaru I, Petriman NA, Kudva R, Koch HG. The sec translocon mediated protein transport in prokaryotes and eukaryotes. Mol Membr Biol. 2014;31:58–84.
Peypoux F, Michel G. Controlled biosynthesis of Val7- and Leu7-surfactins. Appl Microbiol Biot. 1992;36:515–7.
Li YM, Haddad NIA, Yang SZ, Mu BZ. Variants of lipopeptides produced by Bacillus licheniformis HSN221 in different medium components evaluated by a rapid method ESI-MS. Int J Pept Res Ther. 2008;14:229–35.
Baumgart R, Kluge B, Ullrich C, Vater J, Ziessow D. Identification of amino acid substitutions in the lipopeptide surfactin using 2D NMR spectroscopy. Biochem Biophys Res Commun. 1991;177:998–1005.
Sarwar A, Hassan MN, Imran M, Iqbal M, Majeed S, Brader G, Sessitsch A, Hafeez FY. Biocontrol activity of surfactin a purified from Bacillus NH-100 and NH-217 against rice bakanae disease. Microbiol Res. 2018;209:1–13.
Goussous SA, Casford MTL, Murphy AC, Salmond GPC, Leeper FJ, Davies PB. Structure of the fundamental lipopeptide surfactin at the air/water interface investigated by sum frequency generation spectroscopy. J Phys Chem B. 2017;121:5072–7.
Hamley IW. Lipopeptides: from self-assembly to bioactivity. Chem Commun. 2015;51:8574–83.
Zhao H, Shao D, Jiang C, Shi J, Li Q, Huang Q, Rajoka MSR, Yang H, Jin. Biological activity of lipopeptides from Bacillus. Appl Microbiol Biotechnol 2017;101:5951–5960.
Stubbendieck RM, Straight PD. Multifaceted interfaces of bacterial competition. J Bacteriol. 2016;198:2145–55.
Cawoy H, Mariutto M, Henry G, Fisher C, Vasilyeva N, Thonart P, Dommes J, Ongena M. Plant defense stimulation by natural isolates of Bacillus depends on efficient surfactin production. Mol Plant Microbe In. 2014;27:87–100.
Paraszkiewicz K, Bernat P, Siewiera P, Moryl M, Sas-Paszt L, Trzciński P, Jałowiecki L, Płaza G. Agricultural potential of rhizospheric Bacillus subtilis strains exhibiting varied efficiency of surfactin production. Sci Hortic-Amsterdam. 2017;225:802–9.
Kearns DB. A field guide to bacterial swarming motility. Nat Rev Microbiol. 2010;8:634–44.
Turner S, Pryer KM, Miao VP, Palmer JD. Investigating deep phylogenetic relationships among cyanobacteria and plastids by small subunit rRNA sequence analysis. J Eukaryot Microbiol. 1999;46:327–38.
Löytynoja A, Goldman N. WebPRANK: a phylogeny-aware multiple sequence aligner with interactive alignment browser. BMC Bioinformatics. 2010;11:579.
Dunlap CA, Kim SJ, Kwon SW, Rooney AP. Bacillus velezensis is not a later heterotypic synonym of Bacillus amyloliquefaciens; Bacillus methylotrophicus, Bacillus amyloliquefaciens subsp plantarum and 'Bacillus oryzicola' are later heterotypic synonyms of Bacillus velezensis based on phylogenomics. Int J Syst Evol Microbiol. 2016;66:1212–7.
Ronquist F, Teslenko M, van der Mark P, Ayres D, Darling A, Höhna S, et al. MrBayes 3.2: efficient Bayesian phylogenetic inference and model choice across a large model space. Syst Biol. 2012;61:539–42.
Stöver BC, Müller KF. TreeGraph 2: combining and visualizing evidence from different phylogenetic analyses. BMC Bioinformatics. 2010;11:7.
Laatsch H. Antibase version 4.0: the natural compound identifier. Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, 2012.
Heeb S, Itoh Y, Nishijyo T, Schnider U, Keel C, Wade J, Walsh U, O’Gara F, Haas D. Small, stable shuttle vectors based on the minimal pVS1 replicon for use in gram-negative, plant associated bacteria. Mol Plant-Microbe Interact. 2000;13:232–7.
Bloemberg GV, Wijfjes AH, Lamers GE, Stuurman N, Lugtenberg BJ. Simultaneous imaging of Pseudomonas fluorescens WCS365 populations expressing three different autofluorescent proteins in the rhizosphere: new perspectives for studying microbial communities. Mol Plant-Microbe Interact. 2000;13:1170–6.
Nathoo N, Bernards MA, MacDonald J, Yuan ZC. A hydroponic co-cultivation system for simultaneous and systematic analysis of plant-microbe molecular interactions and signaling. JOVE-J Vis Exp. 2017;125:e55955.
Joshi NA, Fass JN. Sickle: A sliding-window, adaptive, quality-based trimming tool for FastQ files. GitHub. 2011. https://github.com/najoshi/sickle. Accessed 1 June 2017.
Bankevich A, Nurk S, Antipov D, Gurevich AA, Dvorkin M, Kulikov AS, et al. SPAdes: a new genome assembly algorithm and its applications to single-cell sequencing. J Comput Biol. 2012;19:455–77.
Darling AC, Mau B, Blattner FR, Perna NT. Mauve: multiple alignment of conserved genomic sequence with rearrangements. Genome Res. 2004;14:1394–403.
Burland TG. DNASTAR’s Lasergene sequence analysis software. In: Misener S, Krawetz SA, editors. Bioinformatics methods and protocols. Totowa, NJ, USA: Humana press Inc; 1999. p. 71–91.
Markowitz VM, Chen I-MA, Palaniappan K, Chu K, Szeto E, Grechkin Y, et al. IMG: the integrated microbial genomes database and comparative analysis system. Nucleic Acids Res. 2012;40:D115–22.
Auch AF, Klenk HP, Göker M. Standard operating procedure for calculating genome-to-genome distances based on high-scoring segment pairs. Stand Genomic Sci. 2010;2:142–8.
Weber T, Blin K, Duddela S, Krug D, Kim H, Bruccoleri R, et al. AntiSMASH 3.0 - a comprehensive resource for the genome mining ofbiosynthetic gene clusters. Nucleic Acids Res. 2015;43:W237–43.
Boutet E, Lieberherr D, Tognolli M, Schneider M, Bairoch A. UniProtKB/Swiss-Prot: the manually annotated section of the UniProt KnowledgeBase. In: Edwards D, editor. Plant bioinformatics: methods and protocols. Totowa, NJ, USA: Humana press Inc; 2007. p. 89–112.
Lund T, De Buyser ML, Granum PE. A new cytotoxin from Bacillus cereus that may cause necrotic enteritis. Molecular Microbial. 2000;8:254–61.
Vanneste JL. Fire blight: the disease and its causative agent, Erwinia amylovora. 2000: CABI.
Dutkiewicz J, Mackiewicz B, Kinga-Lemieszek M, Golec M, Milanowski J. Pantoea agglomerans: a mysterious bacterium of evil and good. Part III. Deleterious effects: infections of humans, animals and plants. Ann Agric Environ Med. 2016;23:197–205.
Wei CF, Kvitko BH, Shimizu R, Crabill E, Alfano JR, Lin NC, Martin GB, Huang HC, Collmer A. A Pseudomonas syringae pv. Tomato DC3000 mutant lacking the type III effector HopQ1-1 is able to cause disease in the model plant Nicotiana benthamiana. Plant J. 2007;51:32–46.
Salanoubat M, Genin S, Artiguenave F, Gouzy J, Mangenot S, Arlat M, Billault A, Brottier P, Camus JC, Cattolico L, Chandler M, Choisne N, Claudel-Renard C, Cunnac S, Demange N, Gaspin C, Lavie M, Moisan A, Robert C, Saurin W, Schiex T, Siguier P, Thébault P, Whalen M, Wincker P, Levy M, Weissenbach J, Boucher CA. Genome sequence of the plant pathogen Ralstonia solanacearum. Nature. 2002;415:497–502.
Vicente JG, Holub EB. Xanthomonas campestris pv. campestris (cause of black rot of crucifers) in the genomic era is still a worldwide threat to brassica crops. Mol Plant Pathol. 2013;14:2–18.
Fontenelle ADB, Guzzo SD, Lucon CMM, Harakava R. Growth promotion and induction of resistance in tomato plant against Xanthomonas euvesicatoria and Alternaria solani by Trichoderma spp. Crop Prot. 2011;30:1492–500.
Manamgoda DS, Cai L, Bahkali AH, Chukeatirote E, Hyde KD. Cochliobolus: an overview and current status of species. Fungal Divers. 2011;51:3–42.
Fravel D, Olivain C, Alabouvette C. Fusarium oxysporum and its biocontrol. New Phytol. 2003;157:493–502.
Zhang N, O'Donnell K, Sutton DA, Nalim FA, Summerbell RC, Padhye AA, Geiser DM. Members of the Fusarium solani species complex that cause infections in both humans and plants are common in the environment. J Clin Microbiol. 2006;44:2186–90.
Mecteau MR, Arul J, Tweddell RJ. Effect of organic and inorganic salts on the growth and development of Fusarium sambucinum, a causal agent of potato dry rot. Mycol Res. 2002;106:688–96.
Sutton J. Epidemiology of wheat head blight and maize ear rot caused by Fusarium graminearum. Can J Plant Pathol. 1982;4:195–209.
Munda A, Viršček-Marn M. First report of brown rot caused by Monilinia fructicola affecting peach orchards in Slovenia. Plant Dis. 2010;94:1166.
Porter I, Merriman P, Keane P. Integrated control of pink root (Pyrenochaeta terrestris) of onions by dazomet and soil solarization. Crop and Pasture Sci. 1989;40:861–9.
Parmeter JR. Rhizoctonia solani, biology and pathology. 1970: Univ of California Press.
Madden L, Pennypacker S, MacNab A. FAST, a forecast system for Alternaria solani on tomato. Phytopathology. 1978;68:1354–8.
Botha WJ, Coetzer RLJ. Species of Pythium associated with root-rot of vegetables in South Africa. S Afr J Bot. 1996;62:196–203.
Matoba Y, Kondo N, Akino S, Kodama F, Naito S, Ebe S. Identification and pathogenicity of Pythium species causing damping-off of kidney bean. J Gen Plant Pathol. 2008;74:81–5.