Cái chết tế bào, loài oxy phản ứng (ROS) và các biến chứng tiểu đường
Tóm tắt
Tình trạng tăng đường huyết mãn tính hoặc cơn tăng đường huyết tạm thời có liên quan đến sự phát triển của các biến chứng tiểu đường. Nhiều con đường tín hiệu có thể bị thay đổi do có tình trạng tăng đường huyết ở các mô khác nhau, dẫn đến sản xuất stress oxy hóa, hình thành các sản phẩm cuối glycation nâng cao (AGEs), cũng như việc tiết ra các cytokine pro-inflammatory và cái chết tế bào (tự thực bệnh lý và/hoặc sự apoptosis). Tuy nhiên, các con đường tín hiệu mà được kích hoạt trực tiếp bởi tình trạng tăng đường huyết dường như có vai trò then chốt trong các biến chứng tiểu đường do sản xuất các loài oxy phản ứng (ROS), stress oxy hóa, và cái chết tế bào. Bài tổng quan hiện tại sẽ bàn về vai trò của cái chết tế bào trong các biến chứng tiểu đường, và nó sẽ gợi ý nguyên nhân cũng như hậu quả giữa các con đường tín hiệu được kích hoạt bởi tình trạng tăng đường huyết và cái chết tế bào. Các con đường tín hiệu được thảo luận trong bài viết này sẽ được mô tả từng bước một, cùng với các chất ức chế tương ứng của chúng. Chúng liên quan đến diacylglycerol, sự kích hoạt của protein kinase C (PKC) và hệ thống NADPH-oxidase, và sản xuất ROS tiếp theo. Điều này ban đầu được đặt tên là "con đường chuyển hóa nguy hiểm trong tiểu đường". Những sự sử dụng lịch sử và sự tiến bộ gần đây của các loại thuốc mới trong việc kiểm soát các mục tiêu điều trị khả thi đã được làm nổi bật, nhằm đánh giá sự phát triển của kiến thức trong lĩnh vực nhạy cảm này. Gần đây đã cho thấy rằng các phản ứng chuyển hóa đối với các kích thích (ví dụ: tình trạng tăng đường huyết) liên quan đến một mạng lưới tích hợp của các con đường tín hiệu, nhằm xác định các phản ứng chính xác. Một số loại thuốc mới đã được thử nghiệm - hoặc được đề xuất và đề xuất - cho khả năng điều chỉnh các mục tiêu sinh hóa điều trị khả thi nhằm giảm thiểu sự phát triển của bệnh võng mạc, bệnh thận, bệnh thần kinh, bệnh tim, sự tăng sinh mạch máu, stress oxy hóa, và cái chết tế bào. Mục tiêu của nghiên cứu này là đánh giá một cách nghiêm túc và có tính giáo dục các bước chính xác của các con đường tín hiệu này và do đó đánh dấu các vị trí đã chỉ ra cho các hành động của các loại thuốc như vậy và những hậu quả khả thi của chúng. Bài tổng quan này sẽ nhấn mạnh, bên cạnh những điều khác, các mục tiêu điều trị để kiểm soát các con đường tín hiệu, khi hướng đến việc giảm thiểu sản xuất ROS, stress oxy hóa, và do đó, cái chết tế bào - với tất cả các điều kiện này đều là vấn đề trong tiểu đường.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Nogueira-Machado, J.-A. & Chaves, M.-M. From hyperglycemia to AGE-RAGE interaction on the cell surface: a dangerous metabolic route for diabetic patients. Expert. Opin. Ther. Targets 12, 871–882(2008).
Balaban, R.-S., Nemoto, S. & Finkel, T. Mitochondria, oxidants, and aging. Cell 120, 483–495 (2005).
Pritchard, K.-A. Jr et al. Heat shock protein 90 mediates the balance of nitric oxide and superoxide anion from endothelial nitric-oxide synthase. J. Biol. Chem. 276, 17621–17624 (2001).
Shiba, T. et al. Correlation of diacylglycerol level and protein kinase C activity in rat retina to retinal circulation. Am. J. Physiol. 265, E783–E793 (1993).
LaRocca, T.-J., Sosunov, S.-A., Shakerley, N.-L., Ten, V.-S. & Ratner, A.-J. Hyperglycemic conditions prime cells for RIP1-dependent necroptosis. J. Biol. Chem. 291, 13753–13761 (2016).
Berchtold, L.-A., Prause, M., Storling, J. & Mandrup-Poulsen, T. Cytokines and pancreatic beta-cell apoptosis. Adv. Clin. Chem. 75, 99–158 (2016).
Jang, J.-H. et al. Methylglyoxal-induced apoptosis is dependent on the suppression of c-FLIPL expression via downregulation of p65 in endothelial cells. J. Cell. Mol. Med. 11, 2720–2731 (2017).
Chen, N. & Karantza-Wadsworth, V. Role and regulation of autophagy in cancer. Biochim. Biophys. Acta 1793, 1516–1523 (2009).
Gonzalez, C.-D. et al. The emerging role of autophagy in the pathophysiology of diabetes mellitus. Autophagy 7, 2–11 (2011).
Hara, T. et al. Suppression of basal autophagy in neural cells causes neurodegenerative disease in mice. Nature 441, 885–889 (2006).
Krakauer, T. Inflammasome, mTORC1 activation, and metabolic derangement contribute to the susceptibility of diabetics to infections. Med. Hypotheses 85, 997–1001 (2015).
Zhang, Y. et al. Prevention of hyperglycemia-induced myocardial apoptosis by gene silencing of Toll-like receptor-4. J. Transl. Med. 8, 133 (2010).
Kohnert, K.-D., Freyse, E.-J. & Salzsieder, E. Glycaemic variability and pancreatic β-cell dysfunction. Curr. Diabetes Rev. 8, 345–354 (2012).
Liang, W. et al. A novel damage mechanism: contribution of the interaction between necroptosis and ROS to high glucose-induced injury and inflammation in H9c2 cardiac cells. Int. J. Mol. Med. 40, 201–208 (2017).
Rosa, M.-D., Distefano, G., Gagliano, C., Rusciano, D. & Malaguarnera, L. Autophagy in diabetic retinopathy. Curr. Neuropharmacol. 14, 810–825 (2016).
Basta, G., Schmidt, A. M. & De Caterina, R. Advanced glycation end products and vascular inflammation: implications for accelerated atherosclerosis in diabetes. Cardiovasc. Res. 63, 582–592 (2004).
Dasu, M.-R., Devaraj, S., Zhao, L., Hwang, D.-H. & Jialal, I. High glucose induces toll-like receptor expression in human monocytes: mechanism of activation. Diabetes 57, 3090–3098(2008).
Han, J. et al. Extracellular high-mobility group box 1 acts as an innate immune mediator to enhance autoimmune progression and diabetes onset in NOD mice. Diabetes 57, 2118–2127 (2008).
Klune, J. R., Dhupar, R., Cardinal, J., Billiar, T.-R. & Tsung, A. HMGB1: endogenous danger signaling. Mol. Med. 14, 476–484 (2008).
Mantell, L.-L., Parrish, W.-R. & Ulloa, L. Hmgb-1 as a therapeutic target for infectious and inflammatory disorders. Shock 25, 4–11 (2006).
Muller, S. et al. Impaired glucose tolerance is associated with increased serum concentrations of interleukin 6 and co-regulated acute-phase proteins but not TNF-⍺ or its receptors. Diabetologia 45, 805–812 (2002).
Syed, M. A. et al. Is type 2 diabetes a chronic inflammatory/autoimmune disease? Diabetes Nutr. Metab. 15, 68–83 (2002).
Komatsu, M. et al. Loss of autophagy in the central nervous system causes neurodegeneration in mice. Nature 441, 880–884 (2006).
Nakai, A. et al. The role of autophagy in cardiomyocytes in the basal state and in response to hemodynamic stress. Nat. Med. 13, 619–624 (2007).
Wold, L.-E. & Ren, J. Streptozotocin directly impairs cardiac contractile function in isolated ventricular myocytes via a p38 map kinase-dependent oxidative stress mechanism. Biochem. Biophys. Res. Commun. 318, 1066–1071 (2004).
Liu, Z.-W. et al. Protein kinase RNA-like endoplasmic reticulum kinase (PERK) signaling pathway plays a major role in reactive oxygen species (ROS)-mediated endoplasmic reticulum stress-induced apoptosis in diabetic cardiomyopathy. Cardiovasc. Diabetol. 12, 158 (2013).
Yuan, H. et al NADPH oxidase 2-derived reactive oxygen species mediate FFAs-induced dysfunction and apoptosis of beta-cells via JNK, p38 MAPK and p53 pathways. PLoS ONE 5, e15726 (2010).
Ma, Y., Li, W., Yin, Y. & Li, W. AST IV inhibits H(2)O(2)-induced human umbilical vein endothelial cell apoptosis by suppressing Nox4 expression through the TGF-beta1/Smad2 pathway. Int. J. Mol. Med. 35, 1667–1674 (2015).
Zhong, P. et al. Blockage of ROS and NF-kappaB-mediated inflammation by a new chalcone L6H9 protects cardiomyocytes from hyperglycemia-induced injuries. Biochim. Biophys. Acta 1852, 1230–1241 (2015).
Liu, M. et al. TRAIL protects against endothelium injury in diabetes via Akt-eNOS signaling. Atherosclerosis 237, 718–724 (2014).
Li, S. et al. Protective effect and mechanism of glutaredoxin 1 on coronary arteries endothelial cells damage induced by high glucose. Biomed. Mater. Eng. 24,3897–3903 (2014).
Aminzadeh, A., Dehpour, A.-R., Safa, M., Mirzamohammadi, S. & Sharifi, A.-M. Investigating the protective effect of lithium against high glucose-induced neurotoxicity in PC12 cells: involvements of ROS, JNK and P38 MAPKs, and apoptotic mitochondria pathway. Cell. Mol. Neurobiol. 34, 1143–1150 (2014).
Kuo, W.-W. et al. Diallyl trisufide (DATS) suppresses high glucose-induced cardiomyocyte apoptosis by inhibiting JNK/NFkappaB signaling via attenuating ROS generation. Int. J. Cardiol. 168, 270–280 (2013).
Craven, P.-A., Davidson, C.-M. & DeRubertis, F.-R. Increase in diacylglycerol mass in isolated glomeruli by glucose from de novo synthesis of glycerolipids. Diabetes 39, 667–674 (1990).
Inoguchi, T. et al. Preferential elevation of protein kinase C isoform beta II and diacylglycerol levels in the aorta and heart of diabetic rats: differential reversibility to glycemic control by islet cell transplantation. Proc. Natl Acad. Sci. USA 89, 11059–11063 (1992).
Risso, A., Mercuri, F., Quagliaro, L., Damante, G. & Ceriello, A. Intermittent high glucose enhances apoptosis in human umbilical vein endothelial cells in culture. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 281, E924–E930 (2001).
Xia, P. et al. Characterization of the mechanism for the chronic activation of diacylglycerol-protein kinase C pathway in diabetes and hypergalactosemia. Diabetes 43, 1122–1129 (1994).
Sakane, F., Mizuno, S. & Komenoi, S. Diacylglycerol kinases as emerging potential drug targets for a variety of diseases: an update. Front Cell Dev. Biol. 4, 82 (2016).
Shimomura, T., Nakano, T., Goto, K. & Wakabayashi, I. R59949, a diacylglycerol kinase inhibitor, inhibits inducible nitric oxide production through decreasing transplasmalemmal L-arginine uptake in vascular smooth muscle cells. Naunyn. Schmiede. Arch. Pharmacol. 390, 207–214 (2017).
Boroda, S., Niccum, M., Raje, V., Purow, B.-W. & Harris, T.-E. Dual activities of ritanserin and R59022 as DGKalpha inhibitors and serotonin receptor antagonists. Biochem Pharmacol. pii: S0006-2952(16)30380-X (2016). doi: 10.1016/j.bcp.2016.10.011.
Group, P.-D. et al. Effect of ruboxistaurin on visual loss in patients with diabetic retinopathy. Ophthalmology 113, 2221–2230 (2006).
Idris, I. & Donnelly, R. Protein kinase C beta inhibition: a novel therapeutic strategy for diabetic microangiopathy. Diab. Vasc. Dis. Res. 3, 172–178 (2006).
Al-Onazi, A.-S. et al. Ruboxistaurin attenuates diabetic nephropathy via modulation of TGF-beta1/Smad and GRAP pathways. J. Pharm. Pharmacol. 68, 219–232 (2016).
Deissler, H.-L. & Lang, G.-E. The protein kinase c inhibitor: ruboxistaurin. Dev. Ophthalmol. 55, 295–301 (2016).
Gogula, S.-V., Divakar, C., Satyanarayana, C., Kumar, Y.-P. & Lavanaya, V.-S. Computational investigation of pkcbeta inhibitors for the treatment of diabetic retinopathy. Bioinformation 9, 1040–1043 (2013).
Meng, G.-X., Yuan, Q., Wei, L.-P., Meng, H. & Wang, Y.-J. Protein kinase C-beta inhibitor treatment attenuates hepatic ischemia and reperfusion injury in diabetic rats. Exp. Ther. Med 11, 565–570 (2016).
Chen, L., MacLean, D. & Walter, S. (Google Patents 2007).
Das, J. Novel N-pyrimidin-4-yl-3-amino-pyrrolo [3, 4-C] pyrazole derivatives as PKC kinase inhibitors: a patent evaluation of US2015099743 (A1). Expert Opin. Ther. Pat. 26, 523–528 (2016).
Cross, A.-R. & Segal, A.-W. The NADPH oxidase of professional phagocytes-prototype of the NOX electron transport chain systems. Biochim. Biophys. Acta 1657, 1–22 (2004).
Jaquet, V., Scapozza, L., Clark, R.-A., Krause, K.-H. & Lambeth, J.-D. Small-molecule NOX inhibitors: ROS-generating NADPH oxidases as therapeutic targets. Antioxid. Redox Signal. 11, 2535–2552 (2009).
Kahles, T. et al. NADPH oxidase plays a central role in blood-brain barrier damage in experimental stroke. Stroke 38, 3000–3006 (2007).
Sedeek, M. et al. Critical role of NOX4-based NADPH oxidase in glucose-induced oxidative stress in the kidney: implications in type 2 diabetic nephropathy. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 299, F1348–F1358 (2010).
Williams, H. C. & Griendling, K. K. NADPH oxidase inhibitors: new antihypertensive agents? J. Cardiovasc. Pharmacol. 50, 9–16 (2007).
Kleinschnitz, C. et al. Post-stroke inhibition of induced NADPH oxidase type 4 prevents oxidative stress and neurodegeneration. PLoS Biol. 8, pii: e1000479 (2010). doi: 10.1371/journal.pbio.1000479.
Li, J. & Gobe, G. Protein kinase C activation and its role in kidney disease. Nephrol. (Carlton). 11, 428–434 (2006).
Teng, B., Duong, M., Tossidou, I., Yu, X. & Schiffer, M. Role of protein kinase C in podocytes and development of glomerular damage in diabetic nephropathy. Front Endocrinol. (Lausanne) 5, 179 (2014).
Wang, W., Wu, Q.-H., Sui, Y., Wang, Y. & Qiu, X. Rutin protects endothelial dysfunction by disturbing NOX4 and ROS-sensitive NLRP3 inflammasome. Biomed. Pharmacother. 86, 32–50 (2017).
Gray, S.-P. et al. Combined NOX1/4 inhibition with GKT137831 in mice provides dose-dependent reno- and atheroprotection even in established micro- and macrovascular disease. Diabetologia 60, 927–937 (2017).
Anvari, E., Wikstrom, P., Walum, E. & Welsh, N. The novel NADPH oxidase 4 inhibitor GLX351322 counteracts glucose intolerance in high-fat diet-treated C57BL/6 mice. Free. Radic. Res. 49, 1308–1318 (2015).
Zheng, D. et al. Exogenous hydrogen sulfide attenuates cardiac fibrosis through reactive oxygen species signal pathways in experimental diabetes mellitus models. Cell. Physiol. Biochem. 36, 917–929 (2015).
Das, A. et al. Mammalian target of rapamycin (mTOR) inhibition with rapamycin improves cardiac function in type 2 diabetic mice: potential role of attenuated oxidative stress and altered contractile protein expression. J. Biol. Chem. 289, 4145–4160 (2014).
Esteghamati, A. et al. Effects of metformin on markers of oxidative stress and antioxidant reserve in patients with newly diagnosed type 2 diabetes: a randomized clinical trial. Clin. Nutr. 32, 179–185 (2013).
Campbell, K. N., Raij, L. & Mundel, P. Role of angiotensin II in the development of nephropathy and podocytopathy of diabetes. Curr. Diabetes Rev. 7, 3–7 (2011).
Chen, Z.-H. et al. Triptolide reduces proteinuria in experimental membranous nephropathy and protects against C5b-9-induced podocyte injury in vitro. Kidney Int. 77, 74–88 (2010).
Davignon, J., Jacob, R. F. & Mason, R. P. The antioxidant effects of statins. Coron. Artery Dis. 15, 51–58 (2004).
Fortuno, A. et al. Losartan metabolite EXP3179 blocks NADPH oxidase-mediated superoxide production by inhibiting protein kinase C: potential clinical implications in hypertension. Hypertension 54, 744–750 (2009).
Laleu, B. et al. First in class, potent, and orally bioavailable NADPH oxidase isoform 4 (Nox4) inhibitors for the treatment of idiopathic pulmonary fibrosis. J. Med. Chem. 53, 7715–7736 (2010).
Meng, R., Zhu, D. L., Bi, Y., Yang, D. H. & Wang, Y. P. Anti-oxidative effect of apocynin on insulin resistance in high-fat diet mice. Ann. Clin. Lab. Sci. 41, 236–243 (2011).
Onuigbo, M. A.Analytical review of the evidence for renoprotection by renin-angiotensin-aldosterone system blockade in chronic kidney disease–a call for caution.Nephron. Clin. Pract. 113, C63–C69 (2009).
Taye, A. & Morawietz, H. Spironolactone inhibits NADPH oxidase-induced oxidative stress and enhances eNOS in human endothelial cells. Iran. J. Pharm. Res. 10, 329–337 (2011).
Tazzeo, T., Worek, F. & Janssen, L. The NADPH oxidase inhibitor diphenyleneiodonium is also a potent inhibitor of cholinesterases and the internal Ca(2+) pump. Br. J. Pharmacol. 158, 790–796 (2009).
Vendrov, A. E. et al. NADPH oxidases regulate CD44 and hyaluronic acid expression in thrombin-treated vascular smooth muscle cells and in atherosclerosis. J. Biol. Chem. 285, 26545–26557 (2010).
Wind, S. et al. Comparative pharmacology of chemically distinct NADPH oxidase inhibitors. Br. J. Pharmacol. 161, 885–898 (2010).
Wu, F. & Wilson, J.-X. Triptolide inhibits NADPH oxidase activity and iNOS expression in LPS + IFN gamma-stimulated microvascular endothelial cells. Faseb. J. 21, 550.12 (2007).