Cộng đồng vi khuẩn trong đất nông nghiệp mặn trên Cao nguyên Tây Tạng: phản ứng với sự nhiễm mặn trong khi chống chọi với môi trường khắc nghiệt

BMC Microbiology - Tập 21 - Trang 1-14 - 2021
Yi Qiang Li1, Ying Hui Chai1,2, Xu Sheng Wang1, Li Ying Huang3, Xi Ming Luo1,4, Cheng Qiu3, Qing Hai Liu3, Xiang Yu Guan1,4
1School of Ocean Sciences, China University of Geosciences (Beijing), Beijing, China
2Laboratory division, Eighth Medical Center of Chinese People’s Liberation Army General Hospital, Beijing, People’s Republic of China
3Institute of Agricultural Quality Standards and Testing, Tibet Academy of Agriculture and Animal Husbandry Sciences, Lhasa, China
4Beijing Key Laboratory of Water Resources and Environmental Engineering, China University of Geosciences (Beijing), Beijing, China

Tóm tắt

Sự nhiễm mặn gây hại cho sức khỏe của các hệ thống đất và làm giảm năng suất cây trồng. Phản ứng của các cộng đồng vi sinh vật đối với đất nhiễm mặn và khả năng duy trì chức năng của chúng dưới áp lực muối cao là những vấn đề khoa học quan trọng. Trong khi đó, cộng đồng vi sinh vật của đất nhiễm mặn trong môi trường cao nguyên vẫn chưa được hiểu rõ. Nghiên cứu này áp dụng công nghệ metagenomics để làm sáng tỏ cấu trúc và chức năng của vi sinh vật trong đất nhiễm mặn của Cao nguyên Tây Tạng. Độ đa dạng về thành phần và chức năng của cộng đồng vi sinh vật trong đất mặn đã thay đổi một cách đáng kể. Sự phong phú của các loại vi khuẩn hóa tự dưỡng và ưa axit như Rhodanobacter, Acidobacterium, Candidatus Nitrosotalea và Candidatus Koribacter cao hơn đáng kể trong đất nhiễm mặn. Khả năng phân hủy carbon hữu cơ trong đất nhiễm mặn, cũng như sự sản xuất NO và N2O thông qua quá trình khử nitrat, và sự sản xuất sulfate thông qua quá trình oxi hóa lưu huỳnh cao hơn đáng kể so với đất không nhiễm mặn. Cả hai loại đất đều giàu gene mã hóa khả năng kháng chịu các áp lực môi trường (ví dụ, lạnh, ánh sáng cực tím và thiếu oxy trên Cao nguyên Tây Tạng). Khả năng chống lại môi trường nhiễm mặn của các cộng đồng vi sinh vật trong đất dựa trên sự hấp thu K+ như là cơ chế chính, với các protein bảo vệ chéo và các phân tử đệm hấp thu làm cơ chế phụ trong khu vực nghiên cứu của chúng tôi. Phân tích mạng cho thấy nhóm chức năng bao gồm các vi khuẩn hóa tự dưỡng và ưa axit có mối tương quan tích cực đáng kể với độ dẫn điện và tổng lưu huỳnh, và mối tương quan tiêu cực đáng kể với tổng carbon hữu cơ, pH và nitơ có sẵn. Độ ẩm đất, pH và độ dẫn điện có khả năng ảnh hưởng đến chu trình carbon, nitơ và lưu huỳnh của vi khuẩn. Những kết quả này chỉ ra rằng môi trường đặc biệt của Cao nguyên Tây Tạng và sự nhiễm mặn cùng nhau định hình cấu trúc và chức năng của cộng đồng vi sinh vật trong đất, và rằng các cộng đồng vi sinh vật phản ứng với những điều kiện sống phức tạp và khắc nghiệt. Ngoài ra, phản hồi môi trường có thể làm tăng nghiêm trọng phát thải khí nhà kính và tăng tốc sự giảm pH của đất. Nghiên cứu này sẽ cung cấp cái nhìn sâu sắc về phản ứng của vi sinh vật đối với sự nhiễm mặn của đất và những rủi ro sinh thái tiềm ẩn trong môi trường cao nguyên đặc biệt.

Từ khóa

#Cộng đồng vi khuẩn #đất nhiễm mặn #Cao nguyên Tây Tạng #vi sinh vật #metagenomics #stress muối.

Tài liệu tham khảo

Kang S, Xu Y, You Q, Flügel W-A, Pepin N, Yao T. Review of climate and cryospheric change in the Tibetan Plateau. Environ Res Lett. 2010;5(1):015101.

Guan X, Wang J, Zhao H, Wang J, Luo X, Liu F, et al. Soil bacterial communities shaped by geochemical factors and land use in a less-explored area, Tibetan plateau. BMC Genomics. 2013;14(1):820. https://doi.org/10.1186/1471-2164-14-820.

Qiu J. China: the third pole. Nature. 2008;454(7203):393–6. https://doi.org/10.1038/454393a.

Zhang H, Fan J, Wang J, Cao W, Harris W. Spatial and temporal variability of grassland yield and its response to climate change and anthropogenic activities on the Tibetan plateau from 1988 to 2013. Ecol Indic. 2018;95:141–51. https://doi.org/10.1016/j.ecolind.2018.05.088.

Cheng G, Wu T. Responses of permafrost to climate change and their environmental significance, Qinghai-Tibet Plateau. J Geophysical Res. 2007;112:F2.

Luo S, Wang S, Tian L, Shi S, Xu S, Yang F, et al. Aggregate-related changes in soil microbial communities under different ameliorant applications in saline-sodic soils. Geoderma. 2018;329:108–17. https://doi.org/10.1016/j.geoderma.2018.05.023.

Che R, Wang Y, Li K, Xu Z, Hu J, Wang F, et al. Degraded patch formation significantly changed microbial community composition in alpine meadow soils. Soil Tillage Res. 2019;195:104426. https://doi.org/10.1016/j.still.2019.104426.

Li HY, Webster R, Shi Z. Mapping soil salinity in the Yangtze delta: REML and universal kriging (E-BLUP) revisited. Geoderma. 2015;237-238:71–7. https://doi.org/10.1016/j.geoderma.2014.08.008.

Csonka LN. Physiological and genetic responses of bacteria to osmotic stress. Microbiol Mol Biol Rev. 1989;53(1):121–47.

Zhou M-X, Renard M-E, Quinet M, Lutts S. Effect of NaCl on proline and glycinebetaine metabolism in Kosteletzkya pentacarpos exposed to cd and Zn toxicities. Plant Soil. 2019;441(1–2):525–42. https://doi.org/10.1007/s11104-019-04143-5.

Asghar HN, Setia R, Marschner P. Community composition and activity of microbes from saline soils and non-saline soils respond similarly to changes in salinity. Soil Biol Biochem. 2012;47:175–8. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2012.01.002.

Zheng W, Xue D, Li X, Deng Y, Rui J, Feng K. Wang Z-l: the responses and adaptations of microbial communities to salinity in farmland soils: a molecular ecological network analysis. Appl Soil Ecol. 2017;120:239–46. https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2017.08.019.

Zhang K, Shi Y, Cui X, Yue P, Li K, Liu X, Tripathi BM, Chu H. Salinity is a key determinant for soil microbial communities in a desert ecosystem. mSystems. 2019;4(1):e00225–18. https://doi.org/10.1128/mSystems.00225-18.

Yu Y, Zhao C, Zheng N, Jia H, Yao H. Interactive effects of soil texture and salinity on nitrous oxide emissions following crop residue amendment. Geoderma. 2019;337:1146–54. https://doi.org/10.1016/j.geoderma.2018.11.012.

Ma L, Ma F, Li J, Gu Q, Yang S, Wu D, et al. Characterizing and modeling regional-scale variations in soil salinity in the arid oasis of Tarim Basin, China. Geoderma. 2017;305:1–11. https://doi.org/10.1016/j.geoderma.2017.05.016.

Khan KS, Mack R, Castillo X, Kaiser M, Joergensen RG. Microbial biomass, fungal and bacterial residues, and their relationships to the soil organic matter C/N/P/S ratios. Geoderma. 2016;271:115–23. https://doi.org/10.1016/j.geoderma.2016.02.019.

Rath KM, Maheshwari A, Rousk J. The impact of salinity on the microbial response to drying and rewetting in soil. Soil Biol Biochem. 2017;108:17–26. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2017.01.018.

Wichern J, Wichern F, Joergensen RG. Impact of salinity on soil microbial communities and the decomposition of maize in acidic soils. Geoderma. 2006;137(1–2):100–8. https://doi.org/10.1016/j.geoderma.2006.08.001.

Yan N, Marschner P, Cao W, Zuo C, Qin W. Influence of salinity and water content on soil microorganisms. Int Soil Water Conserv Res. 2015;3(4):316–23. https://doi.org/10.1016/j.iswcr.2015.11.003.

Li X, Sun M, Zhang H, Xu N, Sun G. Use of mulberry-soybean intercropping in salt-alkali soil impacts the diversity of the soil bacterial community. Microb Biotechnol. 2016;9(3):293–304. https://doi.org/10.1111/1751-7915.12342.

Chu H, Wang S, Yue H, Lin Q, Hu Y, Li X, et al. Contrasting soil microbial community functional structures in two major landscapes of the T ibetan alpine meadow. Microbiol Open. 2014;3(5):585–94. https://doi.org/10.1002/mbo3.190.

Qi Q, Zhao M, Wang S, Ma X, Wang Y, Gao Y, et al. The biogeographic pattern of microbial functional genes along an altitudinal gradient of the Tibetan pasture. Front Microbiol. 2017;8:976. https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.00976.

Chen FH, Dong GH, Zhang DJ, Liu XY, Jia X, An C-B, et al. Agriculture facilitated permanent human occupation of the Tibetan plateau after 3600 BP. Science. 2015;347(6219):248–50. https://doi.org/10.1126/science.1259172.

Fan R, Short MD, Zeng S-J, Qian G, Li J, Schumann RC, et al. The formation of silicate-stabilized passivating layers on pyrite for reduced acid rock drainage. Environ Sci Technol. 2017;51(19):11317–25. https://doi.org/10.1021/acs.est.7b03232.

Nordstrom DK. Acid rock drainage and climate change. J Geochem Explor. 2009;100(2–3):97–104. https://doi.org/10.1016/j.gexplo.2008.08.002.

Weatherill JJ, Krause S, Ullah S, Cassidy NJ, Levy A, Drijfhout FP, et al. Revealing chlorinated ethene transformation hotspots in a nitrate-impacted hyporheic zone. Water Res. 2019;161:222–31. https://doi.org/10.1016/j.watres.2019.05.083.

Bolger AM, Lohse M, Usadel B. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. Bioinformatics. 2014;30(15):2114–20. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btu170.

Truong DT, Franzosa EA, Tickle TL, Scholz M, Weingart G, Pasolli E, et al. MetaPhlAn2 for enhanced metagenomic taxonomic profiling. Nat Methods. 2015;12(10):902–3. https://doi.org/10.1038/nmeth.3589.

Oksanen J, Kindt R, Legendre P, O’Hara B, Stevens MHH, Oksanen MJ, et al. The vegan package. Commun Ecol Package. 2007;10(631–637):719.

Goslee SC, Urban DL. The ecodist package for dissimilarity-based analysis of ecological data. J Stat Softw. 2007;22(7):1–19.

Nurk S, Meleshko D, Korobeynikov A, Pevzner PA. metaSPAdes: a new versatile metagenomic assembler. Genome Res. 2017;27(5):824–34. https://doi.org/10.1101/gr.213959.116.

Seemann T. Prokka: rapid prokaryotic genome annotation. Bioinformatics. 2014;30(14):2068–9. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btu153.

Li H, Durbin R. Fast and accurate long-read alignment with burrows–wheeler transform. Bioinformatics. 2010;26(5):589–95. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btp698.

Khorsandi F, Yazdi FA. Estimation of saturated paste extracts’ electrical conductivity from 1:5 soil/water suspension and gypsum. Commun Soil Sci Plant Anal. 2011;42(3):315–21. https://doi.org/10.1080/00103624.2011.538885.

Kanso S, Patel BK. Microvirga subterranea gen. Nov., sp. nov., a moderate thermophile from a deep subsurface Australian thermal aquifer. Int J Syst Evol Microbiol. 2003;53(2):401–6. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02348-0.

Martineau C, Mauffrey F, Villemur R. Comparative analysis of denitrifying activities of Hyphomicrobium nitrativorans, Hyphomicrobium denitrificans, and Hyphomicrobium zavarzinii. Appl Environ Microbiol. 2015;81(15):5003–14. https://doi.org/10.1128/AEM.00848-15.

Sauder LA, Albertsen M, Engel K, Schwarz J, Nielsen PH, Wagner M, et al. Cultivation and characterization of Candidatus Nitrosocosmicus exaquare, an ammonia-oxidizing archaeon from a municipal wastewater treatment system. ISME J. 2017;11(5):1142–57. https://doi.org/10.1038/ismej.2016.192.

Shi Y, Delgado-Baquerizo M, Li Y, Yang Y, Zhu Y-G, Peñuelas J, et al. Abundance of kinless hubs within soil microbial networks are associated with high functional potential in agricultural ecosystems. Environ Int. 2020;142:105869. https://doi.org/10.1016/j.envint.2020.105869.

Hügler M, Sievert SM. Beyond the Calvin cycle: autotrophic carbon fixation in the ocean. Annu Rev Mar Sci. 2011;3(1):261–89. https://doi.org/10.1146/annurev-marine-120709-142712.

Bar-Even A, Noor E, Milo R. A survey of carbon fixation pathways through a quantitative lens. J Exp Bot. 2012;63(6):2325–42. https://doi.org/10.1093/jxb/err417.

Crecchio C, Gelsomino A, Ambrosoli R, Minati JL, Ruggiero P. Functional and molecular responses of soil microbial communities under differing soil management practices. Soil Biol Biochem. 2004;36(11):1873–83. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2004.05.008.

Tyson GW, Chapman J, Hugenholtz P, Allen EE, Ram RJ, Richardson PM, et al. Community structure and metabolism through reconstruction of microbial genomes from the environment. Nature. 2004;428(6978):37–43. https://doi.org/10.1038/nature02340.

Dahl C, Franz B, Hensen D, Kesselheim A, Zigann R. Sulfite oxidation in the purple sulfur bacterium Allochromatium vinosum: identification of SoeABC as a major player and relevance of SoxYZ in the process. Microbiology. 2013;159(Pt_12):2626–38.

Pott AS, Dahl C. Sirohaem sulfite reductase and other proteins encoded by genes at the dsr locus of Chromatium vinosum are involved in the oxidation of intracellular sulfur. Microbiology. 1998;144(7):1881–94. https://doi.org/10.1099/00221287-144-7-1881.

Zhu Y-G, Williams PN, Meharg AA. Exposure to inorganic arsenic from rice: a global health issue? Environ Pollut. 2008;154(2):169–71. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2008.03.015.

Thoma F. Light and dark in chromatin repair: repair of UVl health iss lesions by photolyase and nucleotide excision repair. EMBO J. 1999;18(23):6585–98. https://doi.org/10.1093/emboj/18.23.6585.

Ermolenko D, Makhatadze G. Bacterial cold-shock proteins. Cell Mol Life Sci. 2002;59(11):1902–13. https://doi.org/10.1007/PL00012513.

Morgan-Kiss RM, Priscu JC, Pocock T, Gudynaite-Savitch L, Huner NP. Adaptation and acclimation of photosynthetic microorganisms to permanently cold environments. Microbiol Mol Biol Rev. 2006;70(1):222–52. https://doi.org/10.1128/MMBR.70.1.222-252.2006.

Fujii DK, Fulco AJ. Biosynthesis of unsaturated fatty acides by bacilli. Hyperinduction and modulation of desaturase synthesis. [Bacillus megaterium]. J Biol Chem. 1977;252(11).

Zhu K, Choi KH, Schweizer HP, Rock CO, Zhang YM. Two aerobic pathways for the formation of unsaturated fatty acids in Pseudomonas aeruginosa. Mol Microbiol. 2006;60(2):260–73. https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2006.05088.x.

Chen LX, Hu M, Huang LN, Hua ZS, Kuang JL, Li SJ, et al. Comparative metagenomic and metatranscriptomic analyses of microbial communities in acid mine drainage. ISME J. 2015;9(7):1579–92.

Baker-Austin C, Dopson M. Life in acid: pH homeostasis in acidophiles. Trends Microbiol. 2007;15(4):165–71. https://doi.org/10.1016/j.tim.2007.02.005.

Wang M, Chen S, Chen L, Wang D. Responses of soil microbial communities and their network interactions to saline-alkaline stress in cd-contaminated soils. Environ Pollut. 2019;252(Pt B):1609–21. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2019.06.082.

Thông tin
Thông tin xuất bản

BMC Microbiology

Tập 21

1-14

Thông tin tác giả