Xóa bỏ biểu hiện HLA trên bề mặt tế bào bằng cách sử dụng công nghệ chỉnh sửa gen CRISPR/Cas9: một bước tiến tới liệu pháp tế bào T toàn cầu

Scientific Reports - Tập 10 Số 1
Jeewon Lee1, Joong Hyuk Sheen1, Okjae Lim1, Yun Jung Lee1, Jihye Ryu1, Duckhyang Shin1, Yu Young Kim1, Munkyung Kim1
1MOGAM Institute for Biomedical Research, 93, 30beon-gil, Ihyeon-ro, Giheung-gu, Yongin-si, Gyeonggi-do, 16924, South Korea

Tóm tắt

Tóm tắtCác tiến bộ gần đây trong liệu pháp tế bào T receptor kháng nguyên giả đã cách mạng hóa cách thức điều trị bệnh ung thư máu. Những lợi ích tiềm năng từ việc sản xuất tế bào miễn dịch đồng nhất, tiêu chuẩn hóa cần thiết cho sự phát triển của liệu pháp tế bào miễn dịch dị ghép. Tuy nhiên, sự từ chối của cơ thể chủ do sự khác biệt HLA trong các tế bào T dị ghép được chuyển giao tiếp nhận vẫn là một trở ngại chính đối với liệu pháp tế bào T người hiến tặng toàn cầu. Để tránh sự từ chối miễn dịch do HLA của người hiến tặng, chúng tôi đã cố gắng loại bỏ HLA ở tế bào T thông qua hệ thống chỉnh sửa gen CRISPR/Cas9. Đầu tiên, chúng tôi đã sàng lọc 60 gRNA nhắm đến B2M và nhiều bộ gRNA nhắm đến các chuỗi α của HLA-II (DPA, DQA và DRA) bằng cách sử dụng các công cụ thiết kế trực tuyến, và xác định các trình tự gRNA cụ thể với hiệu quả cao trong việc loại bỏ mục tiêu mà không gây ra hiệu ứng off-target. Việc chỉnh sửa gen đa triệu chứng của các tế bào T người nguyên phát đạt được bởi các gRNA mới phát hiện cho ra các tế bào T thiếu HLA-I hoặc HLA-I/II, và không bị thay đổi về mặt kiểu hình và vẫn hoạt động bình thường. Các phản ứng hỗn hợp tế bào lympho qua đêm cho thấy rằng các tế bào thiếu HLA-I làm giảm sản xuất IFN-γ và TNF-α trong các tế bào T phản ứng dị lập thể, và việc thiếu HLA-I/II trong các tế bào T càng làm giảm phản ứng viêm. Tóm lại, phương pháp của chúng tôi sẽ cung cấp một con đường hiệu quả hướng tới việc tạo ra các tế bào hiến tặng toàn cầu bằng cách thao tác biểu hiện HLA trong các tế bào T điều trị.

Từ khóa


Tài liệu tham khảo

Maude, S. L. et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. N. Engl. J. Med. 378, 439–448 (2018).

Neelapu, S. S. et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. N. Engl. J. Med. 377, 2531–2544 (2017).

Schuster, S. J. et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. N. Engl. J. Med. 380, 45–56 (2019).

Fraietta, J. A. et al. Determinants of response and resistance to CD19 chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy of chronic lymphocytic leukemia. Nat. Med. 24, 563–571 (2018).

Brown, C. E. & Mackall, C. L. CAR T cell therapy: inroads to response and resistance. Nat. Rev. Immunol. 19, 73–74 (2019).

Fraietta, J. A. et al. Disruption of TET2 promotes the therapeutic efficacy of CD19-targeted T cells. Nature 558, 307–312 (2018).

Kotani, H. et al. Aged CAR T cells exhibit enhanced cytotoxicity and effector function but shorter persistence and less memory-like phenotypes. Blood 132, 2047 (2018).

Ruella, M. et al. Induction of resistance to chimeric antigen receptor T cell therapy by transduction of a single leukemic B cell. Nat. Med. 24, 1499–1503 (2018).

Shlomchik, W. D. Graft-versus-host disease. Nat. Rev. Immunol. 7, 340–352 (2007).

Eyquem, J. et al. Targeting a CAR to the TRAC locus with CRISPR/Cas9 enhances tumour rejection. Nature 543, 113–117 (2017).

Poirot, L. et al. Multiplex genome-edited T-cell manufacturing platform for “off-the-shelf” adoptive t-cell immunotherapies. Cancer Res. 75, 3853–3864 (2015).

Qasim, W. et al. Molecular remission of infant B-ALL after infusion of universal TALEN gene-edited CAR T cells. Sci. Transl. Med. 9(2017).

Ren, J. et al. Multiplex genome editing to generate universal CAR T cells resistant to PD1 inhibition. Clin. Cancer Res. 23, 2255–2266 (2017).

Torikai, H. et al. A foundation for universal T-cell based immunotherapy: T cells engineered to express a CD19-specific chimeric-antigen-receptor and eliminate expression of endogenous TCR. Blood 119, 5697–5705 (2012).

Zeng, J., Tang, S. Y. & Wang, S. Derivation of mimetic gammadelta T cells endowed with cancer recognition receptors from reprogrammed gammadelta T cell. PLoS ONE 14, e0216815 (2019).

Ko, H.S., Fu, S.M., Winchester, R.J., Yu, D.T. & Kunkel, H.G. Ia determinants on stimulated human T lymphocytes. Occurrence on mitogen- and antigen-activated T cells. J. Exp. Med.150, 246–55 (1979).

Holling, T. M., Schooten, E. & van Den Elsen, P. J. Function and regulation of MHC class II molecules in T-lymphocytes: of mice and men. Hum. Immunol. 65, 282–290 (2004).

Sugita, S. et al. Lack of T cell response to iPSC-derived retinal pigment epithelial cells from HLA homozygous donors. Stem Cell Rep. 7, 619–634 (2016).

Abrahimi, P. et al. Efficient gene disruption in cultured primary human endothelial cells by CRISPR/Cas9. Circ. Res. 117, 121–128 (2015).

Labun, K., Montague, T. G., Gagnon, J. A., Thyme, S. B. & Valen, E. CHOPCHOP v2: a web tool for the next generation of CRISPR genome engineering. Nucl. Acids Res. 44, W272–W276 (2016).

Heigwer, F., Kerr, G. & Boutros, M. E-CRISP: fast CRISPR target site identification. Nat. Methods 11, 122–123 (2014).

Liu, H. et al. CRISPR-ERA: a comprehensive design tool for CRISPR-mediated gene editing, repression and activation. Bioinformatics 31, 3676–3678 (2015).

Robinson, J. et al. The IPD and IMGT/HLA database: allele variant databases. Nucl. Acids Res. 43, D423–D431 (2015).

D’Orazio, J. A. & Stein-Streilein, J. Human natural killer (NK) cells present staphylococcal enterotoxin B (SEB) to T lymphocytes. Clin. Exp. Immunol. 104, 366–373 (1996).

Hucks, G. & Rheingold, S. R. The journey to CAR T cell therapy: the pediatric and young adult experience with relapsed or refractory B-ALL. Blood Cancer J 9, 10 (2019).

Rossi, J. et al. Preinfusion polyfunctional anti-CD19 chimeric antigen receptor T cells are associated with clinical outcomes in NHL. Blood 132, 804–814 (2018).

Torikai, H. et al. Toward eliminating HLA class I expression to generate universal cells from allogeneic donors. Blood 122, 1341–1349 (2013).

Crivello, P. et al. Multiple knockout of classical HLA class II beta-chains by CRISPR/Cas9 genome editing driven by a single guide RNA. J. Immunol. 202, 1895–1903 (2019).

Scharer, C. D. et al. Genome-wide CIITA-binding profile identifies sequence preferences that dictate function versus recruitment. Nucl. Acids Res. 43, 3128–3142 (2015).

Deuse, T. et al. Hypoimmunogenic derivatives of induced pluripotent stem cells evade immune rejection in fully immunocompetent allogeneic recipients. Nat. Biotechnol. 37, 252–258 (2019).

Xu, H. et al. Targeted disruption of HLA genes via CRISPR-Cas9 generates iPSCs with enhanced immune compatibility. Cell Stem Cell 24, 566–578 e7 (2019).

Mattapally, S. et al. Human leukocyte antigen class I and II knockout human induced pluripotent stem cell-derived cells: universal donor for cell therapy. J. Am. Heart Assoc. 7, e010239 (2018).

Krawczyk, M. et al. Expression of RAB4B, a protein governing endocytic recycling, is co-regulated with MHC class II genes. Nucl. Acids Res. 35, 595–605 (2007).

Zhou, X. et al. MHC class II transactivator represses human IL-4 gene transcription by interruption of promoter binding with CBP/p300, STAT6 and NFAT1 via histone hypoacetylation. Immunology 122, 476–485 (2007).

Gourley, T. S. & Chang, C. H. Cutting edge: the class II transactivator prevents activation-induced cell death by inhibiting Fas ligand gene expression. J. Immunol. 166, 2917–2921 (2001).

Xu, Y., Wang, L., Buttice, G., Sengupta, P. K. & Smith, B. D. Major histocompatibility class II transactivator (CIITA) mediates repression of collagen (COL1A2) transcription by interferon gamma (IFN-gamma). J. Biol. Chem. 279, 41319–41332 (2004).

Gornalusse, G. G. et al. HLA-E-expressing pluripotent stem cells escape allogeneic responses and lysis by NK cells. Nat. Biotechnol. 35, 765–772 (2017).

Rouas-Freiss, N., Marchal, R. E., Kirszenbaum, M., Dausset, J. & Carosella, E. D. The alpha1 domain of HLA-G1 and HLA-G2 inhibits cytotoxicity induced by natural killer cells: is HLA-G the public ligand for natural killer cell inhibitory receptors?. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 5249–5254 (1997).

Zappacosta, F., Borrego, F., Brooks, A. G., Parker, K. C. & Coligan, J. E. Peptides isolated from HLA-Cw*0304 confer different degrees of protection from natural killer cell-mediated lysis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 6313–6318 (1997).

Jandus, C. et al. Interactions between Siglec-7/9 receptors and ligands influence NK cell-dependent tumor immunosurveillance. J. Clin. Invest. 124, 1810–1820 (2014).

Kim, M. J. et al. Association of CD47 with natural killer cell-mediated cytotoxicity of head-and-neck squamous cell carcinoma lines. Tumour. Biol. 29, 28–34 (2008).

Kim, D. et al. Digenome-seq: genome-wide profiling of CRISPR-Cas9 off-target effects in human cells. Nat. Methods 12, 237–43, 1 p following 243 (2015).

Kleinstiver, B. P. et al. High-fidelity CRISPR-Cas9 nucleases with no detectable genome-wide off-target effects. Nature 529, 490–495 (2016).

Slaymaker, I. M. et al. Rationally engineered Cas9 nucleases with improved specificity. Science 351, 84–88 (2016).

Stadtmauer, E.A. et al. CRISPR-engineered T cells in patients with refractory cancer. Science 367(2020).

Sugita, S. et al. T-cell suppression by programmed cell death 1 ligand 1 on retinal pigment epithelium during inflammatory conditions. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 50, 2862–2870 (2009).

Miller, J. S. et al. Successful adoptive transfer and in vivo expansion of human haploidentical NK cells in patients with cancer. Blood 105, 3051–3057 (2005).

Bachanova, V. et al. Clearance of acute myeloid leukemia by haploidentical natural killer cells is improved using IL-2 diphtheria toxin fusion protein. Blood 123, 3855–3863 (2014).

Schwartz, S. D. et al. Human embryonic stem cell-derived retinal pigment epithelium in patients with age-related macular degeneration and Stargardt’s macular dystrophy: follow-up of two open-label phase 1/2 studies. Lancet 385, 509–516 (2015).

Mehat, M. S. et al. Transplantation of human embryonic stem cell-derived retinal pigment epithelial cells in macular degeneration. Ophthalmology 125, 1765–1775 (2018).

Algvere, P.V., Gouras, P. & Dafgard Kopp, E. Long-term outcome of RPE allografts in non-immunosuppressed patients with AMD. Eur. J. Ophthalmol. 9, 217–30 (1999).

Stemmer, M., Thumberger, T., Del Sol Keyer, M., Wittbrodt, J. & Mateo, J.L. CCTop: an intuitive, flexible and reliable CRISPR/Cas9 target prediction tool. PLoS ONE 10, e0124633 (2015).