Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Mô hình nuôi cấy để đánh giá độc tính thần kinh của phenylalanin trong bệnh phenylketonuria
Tóm tắt
Bệnh phenylketonuria (PKU) do một đột biến cụ thể của gen phenylalanine hydroxylase (PAH) gây ra. Sự thiếu hụt PAH dẫn đến mức phenylalanin cao (Phe), mức tyrosine thấp (Tyr), và giảm các chất truyền đạt thần kinh catecholamine. Phần lớn bệnh nhân PKU, nếu không được điều trị, sẽ phát triển chậm phát triển trí tuệ nghiêm trọng. Đóng góp cụ thể của mức Phe cao và Tyr thấp trong chậm phát triển trí tuệ chủ yếu vẫn chưa được biết đến. Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã sử dụng các mẫu nuôi cấy hippocampal sinh học trong một môi trường tối ưu như một mô hình nuôi cấy phù hợp để giải mã vai trò chính xác của mức Phe cao và Tyr thấp đối với sự toàn vẹn của synapse và tế bào thần kinh đệm trong PKU. Hippocampus liên quan chặt chẽ đến việc học và trí nhớ, và mức độ chất truyền đạt thần kinh catecholamine giảm có thể bị bỏ qua vì những chất truyền đạt này không nguồn gốc từ hippocampus. Các mẫu nuôi cấy bị phơi nhiễm với nồng độ Phe sinh lý được so sánh với các mẫu nuôi cấy bị phơi nhiễm với liều lượng Phe/Tyr, như trong dịch não tủy của bệnh nhân PKU. Sử dụng phân tích western blot mao mạch và hóa miễn dịch, tiếp theo là phân tích hình ảnh định lượng, chúng tôi đã kiểm tra sự biểu hiện của nhiều protein trước và sau synapse (PSD95, synaptopodin, SNAP25, synaptophysin), các chỉ thị tế bào thần kinh đệm (GFAP, Iba1, P2Y12, CD68, C3b), và hình thái học của tế bào thần kinh đệm. Chúng tôi phát hiện ra rằng có sự giảm bớt protein sau synapse PSD95 và protein trước synapse SNAP25 trong sự hiện diện của nồng độ Phe/Tyr cao/thấp sau 3 tuần, tuy nhiên, sau đó phục hồi sau 6 tuần trong nuôi cấy. Hơn nữa, không quan sát thấy sự thay đổi trong mẫu biểu hiện của các protein thần kinh đệm. Kết quả của chúng tôi cho thấy rằng mức Phe cao/mức Tyr thấp chỉ đơn thuần khó có khả năng đóng góp đáng kể vào chậm phát triển trí tuệ trong PKU. Tính độc thần kinh trực tiếp của nồng độ Phe cao/Tyr thấp gần như không đáng kể vì các hiệu ứng là tạm thời. Tính chất tạm thời của sự hiện diện với các mức Phe cao/Tyr thấp không thay đổi chỉ ra một vai trò của các chất truyền đạt thần kinh derivat catecholamine giảm, thay vì mức Phe cao/Tyr thấp trong PKU.
Từ khóa
#phenylketonuria #phenylalanine #tyrosine #synapse #neurotoxicity #glial cellsTài liệu tham khảo
van Spronsen FJ, et al. Phenylketonuria. Nat Rev Dis Primers. 2021;71:36.
Pardridge WM. Blood-brain barrier carrier-mediated transport and brain metabolism of amino acids. Neurochem Res. 1998;235:635–44.
Singh RH, et al. Recommendations for the nutrition management of phenylalanine hydroxylase deficiency. Genet Med. 2014;162:121–31.
Porta F, Ponzone A, Spada M. Neonatal phenylalanine wash-out in phenylketonuria. Metab Brain Dis. 2020;357:1225–9.
de Groot MJ, et al. Pathogenesis of cognitive dysfunction in phenylketonuria: review of hypotheses. Mol Genet Metab. 2010;99(Suppl 1):S86–9.
Schuck PF, et al. Phenylketonuria pathophysiology: on the role of metabolic alterations. Aging Dis. 2015;65:390–9.
Berguig GY, et al. Of mice and men: plasma phenylalanine reduction in PKU corrects neurotransmitter pathways in the brain. Mol Genet Metab. 2019;1284:422–30.
Anderson PJ, Leuzzi V. White matter pathology in phenylketonuria. Mol Genet Metab. 2010;99(Suppl 1):S3-9.
Li D, et al. Effects of phenylalanine on the survival and neurite outgrowth of rat cortical neurons in primary cultures: possible involvement of brain-derived neurotrophic factor. Mol Cell Biochem. 2010;3391–2:1–7.
Cordero ME, et al. Dendritic development in neocortex of infants with early postnatal life undernutrition. Pediatr Neurol. 1993;96:457–64.
Horster F, et al. Phenylalanine reduces synaptic density in mixed cortical cultures from mice. Pediatr Res. 2006;594(Pt 1):544–8.
Schlegel G, et al. Phenylketonuria: direct and indirect effects of phenylalanine. Exp Neurol. 2016;281:28–36.
de Freitas MS, et al. Effect of hyperphenylalaninemia chemically induced on in vitro incorporation of 32P into cytoskeletal proteins from cerebral cortex of developing rats. Exp Neurol. 1997;1432:188–95.
Glushakov AV, et al. L-Phenylalanine selectively depresses currents at glutamatergic excitatory synapses. J Neurosci Res. 2003;721:116–24.
Glushakov AV, et al. Long-term changes in glutamatergic synaptic transmission in phenylketonuria. Brain. 2005;128(Pt 2):300–7.
Horling K, et al. Hippocampal synaptic connectivity in phenylketonuria. Hum Mol Genet. 2015;244:1007–18.
Kölker S. Metabolism of amino acid neurotransmitters: the synaptic disorder underlying inherited metabolic diseases. J Inherit Metab Dis. 2018;416:1055–63.
Imperlini E, et al. Altered brain protein expression profiles are associated with molecular neurological dysfunction in the PKU mouse model. J Neurochem. 2014;1296:1002–12.
Bruinenberg VM, et al. A Specific nutrient combination attenuates the reduced expression of PSD-95 in the proximal dendrites of hippocampal cell body layers in a mouse model of phenylketonuria. Nutrients. 2016;84:185.
Lu L, et al. AMP-activated protein kinase activation in mediating phenylalanine-induced neurotoxicity in experimental models of phenylketonuria. J Inherit Metab Dis. 2018;414:679–87.
van der Goot E, et al. Hippocampal microglia modifications in C57Bl/6 Pah(enu2) and BTBR Pah(enu2) phenylketonuria (PKU) mice depend on the genetic background, irrespective of disturbed sleep patterns. Neurobiol Learn Mem. 2019;160:139–43.
Erik A. Koppes, … , Randall S. Prather, Robert D. Nicholls JCI insight. 2020;5(20):e141523. https://doi.org/10.1172/jci.insight.141523.
Singh K, et al. CRISPR/Cas9 generated knockout mice lacking phenylalanine hydroxylase protein as a novel preclinical model for human phenylketonuria. Sci Rep. 2021;111:7254.
Fiori E, et al. Early-onset behavioral and neurochemical deficits in the genetic mouse model of phenylketonuria. PLoS One. 2017;128:e0183430.
De Jaco A, et al. Unbalance between excitation and inhibition in phenylketonuria, a genetic metabolic disease associated with autism. Int J Mol Sci . 2017;18(5):941. https://doi.org/10.3390/ijms18050941.
Joseph B, Dyer CA. Relationship between myelin production and dopamine synthesis in the PKU mouse brain. J Neurochem. 2003;863:615–26.
Frotscher M, Zafirov S, Heimrich B. Development of identified neuronal types and of specific synaptic connections in slice cultures of rat hippocampus. Prog Neurobiol. 1995;452:143–64.
del Río JA, Soriano E. Regenerating cortical connections in a dish: the entorhino-hippocampal organotypic slice co-culture as tool for pharmacological screening of molecules promoting axon regeneration. Nat Protoc. 2010;52:217–26.
Vinci M, et al. Advances in establishment and analysis of three-dimensional tumor spheroid-based functional assays for target validation and drug evaluation. BMC Biol. 2012;101:29.
Hoeks MP, den Heijer M, Janssen MC. Adult issues in phenylketonuria. Neth J Med. 2009;671:2–7.
Sawin EA, Murali SG, Ney DM. Differential effects of low-phenylalanine protein sources on brain neurotransmitters and behavior in C57Bl/6-Pah(enu2) mice. Mol Genet Metab. 2014;1114:452–61.
Awasthi JR, et al. Comprehensive topographical map of the serotonergic fibers in the male mouse brain. J Comp Neurol. 2021;5297:1391–429.
Kramar CP, et al. The late consolidation of an aversive memory is promoted by VTA dopamine release in the dorsal hippocampus. Eur J Neurosci. 2021;533:841–51.
McNamara CG, Dupret D. Two sources of dopamine for the hippocampus. Trends Neurosci. 2017;407:383–4.
Stoppini L, Buchs PA, Muller D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. J Neurosci Methods. 1991;372:173–82.
Meseke M, et al. Distal dendritic enrichment of HCN1 channels in hippocampal CA1 is promoted by estrogen, but does not require reelin. eNeuro. 2018;5(5). https://doi.org/10.1523/ENEURO.0258-18.2018.
Schindelin J, et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 2012;97:676–82.
Meyer D, Bonhoeffer T, Scheuss V. Balance and stability of synaptic structures during synaptic plasticity. Neuron. 2014;822:430–43.
Vlachos A, et al. Synaptopodin regulates denervation-induced homeostatic synaptic plasticity. Proc Natl Acad Sci U S A. 2013;11020:8242–7.
Korkotian E, Frotscher M, Segal M. Synaptopodin regulates spine plasticity: mediation by calcium stores. J Neurosci. 2014;3435:11641–51.
Segal M. Dendritic spines: morphological building blocks of memory. Neurobiol Learn Mem. 2017;138:3–9.
Gordon SL, Leube RE, Cousin MA. Synaptophysin is required for synaptobrevin retrieval during synaptic vesicle endocytosis. J Neurosci. 2011;3139:14032–6.
Sutton, R.S. and A.G. Barto, Reinforcement learning: an introduction (adaptive computation and machine learning). Cambridge, MA: MIT Press. 1998; 322.
Yu T, et al. P2Y12 regulates microglia activation and excitatory synaptic transmission in spinal lamina II neurons during neuropathic pain in rodents. Cell Death Dis. 2019;103:165.
Peng J, et al. Microglial P2Y12 receptor regulates ventral hippocampal CA1 neuronal excitability and innate fear in mice. Mol Brain. 2019;121:71.
Badimon A, et al. Negative feedback control of neuronal activity by microglia. Nature. 2020;5867829:417–23.
Schafer DP, et al. Microglia sculpt postnatal neural circuits in an activity and complement-dependent manner. Neuron. 2012;744:691–705.
Stephan AH, Barres BA, Stevens B. The complement system: an unexpected role in synaptic pruning during development and disease. Annu Rev Neurosci. 2012;35:369–89.
Stevens B, et al. The classical complement cascade mediates CNS synapse elimination. Cell. 2007;1316:1164–78.