Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sự quá tải kẽm gây tổn thương cho tế bào cơ tim H9c2 thông qua sự rối loạn chức năng ty thể và quá trình tự thực bào ty thể trung gian ROS
Tóm tắt
Sự cân bằng kẽm là yếu tố thiết yếu để duy trì sự cân bằng redox, sự tăng sinh tế bào và quá trình apoptosis. Tuy nhiên, việc tiếp xúc quá mức với kẽm là độc hại và dẫn đến rối loạn chức năng ty thể. Trong nghiên cứu này, chúng tôi thiết lập một mô hình quá tải kẽm bằng cách điều trị các tế bào cơ tim H9c2 của chuột với Zn2+ ở các nồng độ khác nhau. Kết quả cho thấy rằng sự quá tải kẽm làm tăng mức độ LDH và các loài oxy phản ứng (ROS), dẫn đến cái chết tế bào, giảm điện thế màng ty thể và làm suy yếu chức năng cũng như động lực học của ty thể. Hơn nữa, sự quá tải kẽm kích hoạt con đường tín hiệu PINK1/Parkin và gây ra quá trình tự thực bào ty thể thông qua ROS, trong khi NAC ức chế quá trình tự thực bào ty thể và làm suy yếu sự kích hoạt của con đường PINK1/Parkin, từ đó bảo tồn sự sinh tổng hợp ty thể. Ngoài ra, dữ liệu của chúng tôi cũng cho thấy rằng việc loại bỏ Mfn2 làm tăng sản xuất ROS và làm trầm trọng thêm độc tính tế bào do quá tải kẽm gây ra. Do vậy, kết quả của chúng tôi cho thấy rằng sự phát sinh ROS do Zn2+ gây ra dẫn đến tự thực bào ty thể và rối loạn chức năng ty thể, gây tổn hại cho tế bào cơ tim H9c2. Thêm vào đó, Mfn2 có thể đóng vai trò chính trong sự tương tác giữa lưới nội sinh chất và ty thể do ion kẽm điều chỉnh. Kết quả của chúng tôi mang đến một góc nhìn mới về độc lý do kẽm gây ra.
Từ khóa
#quá tải kẽm #tế bào cơ tim H9c2 #rối loạn chức năng ty thể #ROS #tự thực bào ty thể #con đường PINK1/Parkin #độc tínhTài liệu tham khảo
Rahimzadeh, M. R., Rahimzadeh, M. R., Kazemi, S., & Moghadamnia, A. A. (2020). Zinc poisoning—Symptoms, causes, treatments. Mini Reviews in Medicinal Chemistry, 20, 1489–1498. https://doi.org/10.2174/1389557520666200414161944
Zhao, T., Huang, Q., Su, Y., Sun, W., Huang, Q., & Wei, W. (2019). Zinc and its regulators in pancreas. Inflammopharmacology, 27, 453–464. https://doi.org/10.1007/s10787-019-00573-w
Knies, K. A., & Li, Y. V. (2021). Zinc cytotoxicity induces mitochondrial morphology changes in hela cell line. International Journal of Physiology, Pathophysiology and Pharmacology, 13, 43–51.
Di Meo, S., & Venditti, P. (2020). Evolution of the knowledge of free radicals and other oxidants. Oxidative Medicine and Cellular Longevity, 2020, 9829176. https://doi.org/10.1155/2020/9829176
Chen, G., Kroemer, G., & Kepp, O. (2020). Mitophagy: An emerging role in aging and age-associated diseases. Frontiers in Cell and Developmental Biology, 8, 200. https://doi.org/10.3389/fcell.2020.00200
Luo, Y., Ma, J., & Lu, W. (2020). The significance of mitochondrial dysfunction in cancer. International Journal of Molecular Sciences. https://doi.org/10.3390/ijms21165598
Xiao, B., Kuruvilla, J., & Tan, E. K. (2022). Mitophagy and reactive oxygen species interplay in Parkinson’s disease. NPJ Parkinson’s Disease, 8, 135. https://doi.org/10.1038/s41531-022-00402-y
Ashrafi, G., & Schwarz, T. L. (2013). The pathways of mitophagy for quality control and clearance of mitochondria. Cell Death and Differentiation, 20, 31–42. https://doi.org/10.1038/cdd.2012.81
Mekala, N. K., Kurdys, J., Depuydt, M. M., Vazquez, E. J., & Rosca, M. G. (2019). Apoptosis inducing factor deficiency causes retinal photoreceptor degeneration. The protective role of the redox compound methylene blue. Redox Biology, 20, 107–117. https://doi.org/10.1016/j.redox.2018.09.023
de Brito, O. M., & Scorrano, L. (2008). Mitofusin 2 tethers endoplasmic reticulum to mitochondria. Nature, 456, 605–610. https://doi.org/10.1038/nature07534
Mourier, A., Motori, E., Brandt, T., Lagouge, M., Atanassov, I., Galinier, A., Rappl, G., Brodesser, S., Hultenby, K., Dieterich, C., & Larsson, N. G. (2015). Mitofusin 2 is required to maintain mitochondrial coenzyme Q levels. The Journal of Cell Biology, 208, 429–442. https://doi.org/10.1083/jcb.201411100
Sun, T., Ding, W., Xu, T., Ao, X., Yu, T., Li, M., Liu, Y., Zhang, X., Hou, L., & Wang, J. (2019). Parkin regulates programmed necrosis and myocardial ischemia/reperfusion injury by targeting cyclophilin-D. Antioxidants and Redox Signaling, 31, 1177–1193. https://doi.org/10.1089/ars.2019.7734
Zhou, H., Zhang, Y., Hu, S., Shi, C., Zhu, P., Ma, Q., Jin, Q., Cao, F., Tian, F., & Chen, Y. (2017). Melatonin protects cardiac microvasculature against ischemia/reperfusion injury via suppression of mitochondrial fission-VDAC1-HK2-mPTP-mitophagy axis. Journal of Pineal Research. https://doi.org/10.1111/jpi.12413
Yin, J., Guo, J., Zhang, Q., Cui, L., Zhang, L., Zhang, T., Zhao, J., Li, J., Middleton, A., Carmichael, P. L., & Peng, S. (2018). Doxorubicin-induced mitophagy and mitochondrial damage is associated with dysregulation of the PINK1/parkin pathway. Toxicology In Vitro: An International Journal Published in Association with BIBRA, 51, 1–10. https://doi.org/10.1016/j.tiv.2018.05.001
Cao, Y., Chen, Z., Hu, J., Feng, J., Zhu, Z., Fan, Y., Lin, Q., & Ding, G. (2021). Mfn2 regulates high glucose-induced MAMs dysfunction and apoptosis in podocytes via PERK pathway. Frontiers in Cell and Developmental Biology, 9, 769213. https://doi.org/10.3389/fcell.2021.769213
Chen, Y., Csordás, G., Jowdy, C., Schneider, T. G., Csordás, N., Wang, W., Liu, Y., Kohlhaas, M., Meiser, M., Bergem, S., Nerbonne, J. M., Dorn, G. W., 2nd., & Maack, C. (2012). Mitofusin 2-containing mitochondrial-reticular microdomains direct rapid cardiomyocyte bioenergetic responses via interorganelle Ca(2+) crosstalk. Circulation Research, 111, 863–875. https://doi.org/10.1161/circresaha.112.266585
Chen, Y., Sparks, M., Bhandari, P., Matkovich, S. J., & Dorn, G. W., II. (2014). Mitochondrial genome linearization is a causative factor for cardiomyopathy in mice and Drosophila. Antioxidants and Redox Signaling, 21, 1949–1959. https://doi.org/10.1089/ars.2013.5432
He, Y., Fu, Y., Xi, M., Zheng, H., Zhang, Y., Liu, Y., Zhao, Y., Xi, J., & He, Y. (2020). Zn(2+) and mPTP mediate resveratrol-induced myocardial protection from endoplasmic reticulum stress. Metallomics: Integrated Biometal Science, 12, 290–300. https://doi.org/10.1039/c9mt00264b
King, J. C., Shames, D. M., & Woodhouse, L. R. (2000). Zinc homeostasis in humans. The Journal of Nutrition, 130, 1360s–1366s. https://doi.org/10.1093/jn/130.5.1360S
Liuzzi, J. P., & Cousins, R. J. (2004). Mammalian zinc transporters. Annual Review of Nutrition, 24, 151–172. https://doi.org/10.1146/annurev.nutr.24.012003.132402
Zilinyi, R., Czompa, A., Czegledi, A., Gajtko, A., Pituk, D., Lekli, I., & Tosaki, A. (2018). The cardioprotective effect of metformin in doxorubicin-induced cardiotoxicity: The role of autophagy. Molecules (Basel, Switzerland). https://doi.org/10.3390/molecules23051184
Botelho, A. F. M., Miranda, A. L. S., Freitas, T. G., Milani, P. F., Barreto, T., Cruz, J. S., & Melo, M. M. (2020). Comparative cardiotoxicity of low doses of digoxin, Ouabain, and Oleandrin. Cardiovascular Toxicology, 20, 539–547. https://doi.org/10.1007/s12012-020-09579-1
Klionsky, D. J. (2007). Autophagy: From phenomenology to molecular understanding in less than a decade. Nature Reviews: Molecular Cell Biology, 8, 931–937. https://doi.org/10.1038/nrm2245
Mizushima, N., Levine, B., Cuervo, A. M., & Klionsky, D. J. (2008). Autophagy fights disease through cellular self-digestion. Nature, 451, 1069–1075. https://doi.org/10.1038/nature06639
Sciarretta, S., Maejima, Y., Zablocki, D., & Sadoshima, J. (2018). The role of autophagy in the heart. Annual Review of Physiology, 80, 1–26. https://doi.org/10.1146/annurev-physiol-021317-121427
Chen, K., Xu, X., Kobayashi, S., Timm, D., Jepperson, T., & Liang, Q. (2011). Caloric restriction mimetic 2-deoxyglucose antagonizes doxorubicin-induced cardiomyocyte death by multiple mechanisms. The Journal of Biological Chemistry, 286, 21993–22006. https://doi.org/10.1074/jbc.M111.225805
Kundu, M., Lindsten, T., Yang, C. Y., Wu, J., Zhao, F., Zhang, J., Selak, M. A., Ney, P. A., & Thompson, C. B. (2008). Ulk1 plays a critical role in the autophagic clearance of mitochondria and ribosomes during reticulocyte maturation. Blood, 112, 1493–1502. https://doi.org/10.1182/blood-2008-02-137398
Javidi, M., Zarei, M., Naghavi, N., Mortazavi, M., & Nejat, A. H. (2014). Zinc oxide nano-particles as sealer in endodontics and its sealing ability. Contemporary Clinical Dentistry, 5, 20–24. https://doi.org/10.4103/0976-237x.128656
Manzanillo, P. S., Ayres, J. S., Watson, R. O., Collins, A. C., Souza, G., Rae, C. S., Schneider, D. S., Nakamura, K., Shiloh, M. U., & Cox, J. S. (2013). The ubiquitin ligase Parkin mediates resistance to intracellular pathogens. Nature, 501, 512–516. https://doi.org/10.1038/nature12566
Diao, R. Y., & Gustafsson, Å. B. (2022). Mitochondrial quality surveillance: Mitophagy in cardiovascular health and disease. American Journal of Physiology: Cell Physiology, 322, C218-c230. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00360.2021
Ajoolabady, A., Chiong, M., Lavandero, S., Klionsky, D. J., & Ren, J. (2022). Mitophagy in cardiovascular diseases: Molecular mechanisms, pathogenesis, and treatment. Trends in Molecular Medicine, 28, 836–849. https://doi.org/10.1016/j.molmed.2022.06.007
Cao, X., Fu, M., Bi, R., Zheng, X., Fu, B., Tian, S., Liu, C., Li, Q., & Liu, J. (2021). Cadmium induced BEAS-2B cells apoptosis and mitochondria damage via MAPK signaling pathway. Chemosphere, 263, 128346. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2020.128346
Genchi, G., Sinicropi, M. S., Lauria, G., Carocci, A., & Catalano, A. (2020). The effects of cadmium toxicity. International Journal of Environmental Research and Public Health, 1, 7. https://doi.org/10.3390/ijerph17113782
Chen, Y. R., & Zweier, J. L. (2014). Cardiac mitochondria and reactive oxygen species generation. Circulation Research, 114, 524–537. https://doi.org/10.1161/circresaha.114.300559
Xu, R., Chen, M. Y., Liang, W., Chen, Y., & Guo, M. Y. (2021). Zinc deficiency aggravation of ROS and inflammatory injury leading to renal fibrosis in mice. Biological Trace Element Research, 199, 622–632. https://doi.org/10.1007/s12011-020-02184-x
Barazzuol, L., Giamogante, F., & Calì, T. (2021). Mitochondria associated membranes (MAMs): Architecture and physiopathological role. Cell Calcium, 94, 102343. https://doi.org/10.1016/j.ceca.2020.102343
Gupta, M. K., Tahrir, F. G., Knezevic, T., White, M. K., Gordon, J., Cheung, J. Y., Khalili, K., & Feldman, A. M. (2016). GRP78 interacting partner Bag5 responds to ER stress and protects cardiomyocytes from ER stress-induced apoptosis. Journal of Cellular Biochemistry, 117, 1813–1821. https://doi.org/10.1002/jcb.25481
Wu, S., Lu, Q., Wang, Q., Ding, Y., Ma, Z., Mao, X., Huang, K., Xie, Z., & Zou, M. H. (2017). Binding of FUN14 domain containing 1 with inositol 1,4,5-trisphosphate receptor in mitochondria-associated endoplasmic reticulum membranes maintains mitochondrial dynamics and function in hearts in vivo. Circulation, 136, 2248–2266. https://doi.org/10.1161/circulationaha.117.030235
Hu, Y., Chen, H., Zhang, L., Lin, X., Li, X., Zhuang, H., Fan, H., Meng, T., He, Z., Huang, H., Gong, Q., Zhu, D., Xu, Y., He, P., Li, L., & Feng, D. (2021). The AMPK-MFN2 axis regulates MAM dynamics and autophagy induced by energy stresses. Autophagy, 17, 1142–1156. https://doi.org/10.1080/15548627.2020.1749490
Zhu, H., Tan, Y., Du, W., Li, Y., Toan, S., Mui, D., Tian, F., & Zhou, H. (2021). Phosphoglycerate mutase 5 exacerbates cardiac ischemia-reperfusion injury through disrupting mitochondrial quality control. Redox Biology, 38, 101777. https://doi.org/10.1016/j.redox.2020.101777