Sử dụng Hóa học đèn phát quang cho Hình ảnh Sinh học

Molecular Imaging and Biology - Tập 16 - Trang 478-487 - 2014
Jen-Chieh Tseng1,2, Dyane Bailey3, Tanya Tupper1, Andrew L. Kung4
1Lurie Family Imaging Center, Dana-Farber Cancer Institute, Harvard Medical School, Boston, USA
2PerkinElmer Inc., Hopkinton, USA
3Center for Novel Experimental Therapeutics (C-NExT), Dana-Farber Cancer Institute, Harvard Medical School, Boston, USA
4Department of Pediatrics, Columbia University Medical Center, New York, USA

Tóm tắt

Nghiên cứu này mô tả một chiến lược hình ảnh dựa trên hóa học đèn phát quang để hình ảnh hóa không xâm lấn tình trạng căng thẳng oxy hóa và sự sản xuất các loài oxy phản ứng (ROS) trong động vật sống. Khi bị kích thích, các tế bào thực bào tạo ra mức độ ROS độc hại để tiêu diệt vi sinh vật bị tấn công. Chuỗi hô hấp ti thể liên tục tạo ra mức độ siêu oxit thấp (O2·−) mà phục vụ như một nguồn cho việc sản xuất ROS phía sau, với chức năng như các trung gian tín hiệu điều tiết. Một chất nền phản ứng với ROS, 2-methyl-6-[4-methoxyphenyl]-3,7-dihydroimidazo[1,2-a]pyrazin-3-one hydrochloride, được sử dụng như một chất donor năng lượng hóa học để tạo ra phát quang năng lượng chuyển tiếp trong các thực bào và ti thể. Bằng cách sử dụng các thuốc nhuộm photoluminescent có mục tiêu với vị trí dưới tế bào nhất định mà phục vụ như các người nhận năng lượng hóa học, dữ liệu hình ảnh của chúng tôi chứng minh tính khả thi cho việc sử dụng hóa học đèn phát quang để hình ảnh hóa sự sản xuất ROS liên quan đến thực bào và hô hấp ti thể trong những con chuột sống. Hình ảnh hóa đèn phát quang là một sự kết hợp bổ sung của hình ảnh hóa hóa phát quang và phát quang, có khả năng tạo ra phát xạ đỏ hoặc đỏ xa để hình ảnh hóa mô sâu.

Từ khóa

#hóa học đèn phát quang #hình ảnh sinh học #tình trạng căng thẳng oxy hóa #loài oxy phản ứng #thực bào #hô hấp ti thể #phát quang năng lượng

Tài liệu tham khảo

Leblond F, Davis SC, Valdes PA, Pogue BW (2010) Pre-clinical whole-body fluorescence imaging: review of instruments, methods and applications. J Photochem Photobiol B 98:77–94 Ntziachristos V, Bremer C, Weissleder R (2003) Fluorescence imaging with near-infrared light: new technological advances that enable in vivo molecular imaging. Eur Radiol 13:195–208 Roda A, Pasini P, Mirasoli M et al (2004) Biotechnological applications of bioluminescence and chemiluminescence. Trends Biotechnol 22:295–303 Contag CH, Bachmann MH (2002) Advances in in vivo bioluminescence imaging of gene expression. Annu Rev Biomed Eng 4:235–260 Greer LF III, Szalay AA (2002) Imaging of light emission from the expression of luciferases in living cells and organisms: a review. Luminescence 17:43–74 Rauhut MM (1969) Chemiluminescence from concerted peroxide decomposition reactions. Acc Chem Res 2:80–87 Rauhut MM, Bollyky LJ, Roberts BG et al (1967) Chemiluminescence from reactions of electronegatively substituted aryl oxalates with hydrogen peroxide and fluorescent compounds. J Am Chem Soc 89:6515–6522 Pfleger KD, Eidne KA (2006) Illuminating insights into protein–protein interactions using bioluminescence resonance energy transfer (BRET). Nat Methods 3:165–174 Freeman R, Liu X, Willner I (2011) Chemiluminescent and chemiluminescence resonance energy transfer (CRET) detection of DNA, metal ions, and aptamer-substrate complexes using hemin/G-quadruplexes and CdSe/ZnS quantum dots. J Am Chem Soc 133:11597–11604 Nakano M, Sugioka K, Ushijima Y, Goto T (1986) Chemiluminescence probe with Cypridina luciferin analog, 2-methyl-6-phenyl-3,7-dihydroimidazo[1,2-a]pyrazin-3-one, for estimating the ability of human granulocytes to generate O2. Anal Biochem 159:363–369 Akutsu K, Nakajima H, Katoh T et al (1995) Chemiluminescence of Cipridina luciferin analogues. Part 2. Kinetic studies on the reaction of 2-methyl-6-phenylimidazo[1,2-a]pyrazin-3(7H)-one (CLA) with superoxide: hydroperoxyl radical is an actual active species used to initiate the reaction. J Chem Soc Perkin Trans 2:1699–1706 Kambayashi Y, Ogino K (2003) Reestimation of Cypridina luciferin analogs (MCLA) as a chemiluminescence probe to detect active oxygen species—cautionary note for use of MCLA. J Toxicol Sci 28:139–148 Tarpey MM, White CR, Suarez E et al (1999) Chemiluminescent detection of oxidants in vascular tissue: lucigenin but not coelenterazine enhances superoxide formation. Circ Res 84:1203–1211 Mitani M, Yokoyama Y, Ichikawa S et al (1994) Determination of horserdish peroxidase concentration using the chemiluminescence of Cypridina luciferin analogue, 2 methyl-6-(p-methyoxyphenyl)-3,7-dihydroimidazo[1,2-a]pyrazin-3-one. J Biolumin Chemilumin 9:355–361 Takahashi A, Totsune-Nakano H, Nakano M et al (1989) Generation of O2 – and tyrosine cation-mediated chemiluminescence during the fertilization of sea urchin eggs. FEBS Lett 246:117–119 Baker CJ, Deahl K, Domek J, Orlandi EW (2000) Scavenging of H2O2 and production of oxygen by horseradish peroxidase. Arch Biochem Biophys 382:232–237 Babior BM (1999) NADPH oxidase: an update. Blood 93(5):1464–1476 Gross S, Gammon ST, Moss BL et al (2009) Bioluminescence imaging of myeloperoxidase activity in vivo. Nat Med 15:455–461 Tseng JC, Kung AL (2012) In vivo imaging of inflammatory phagocytes. Chem Biol 19:1199–1209 Green K, Brand MD, Murphy MP (2004) Prevention of mitochondrial oxidative damage as a therapeutic strategy in diabetes. Diabetes 53(Suppl 1):S110–S118 Smiley ST, Reers M, Mottola-Hartshorn C et al (1991) Intracellular heterogeneity in mitochondrial membrane potentials revealed by a J-aggregate-forming lipophilic cation JC-1. Proc Natl Acad Sci U S A 88:3671–3675 Ogata E, Rasmussen H (1966) Valinomycin and mitochondrial ion transport. Biochemistry 5:57–66 Brand MD (2010) The sites and topology of mitochondrial superoxide production. Exp Gerontol 45:466–472 Tseng JC, Wang Y, Banerjee P, Kung AL (2012) Incongruity of imaging using fluorescent 2-DG conjugates compared to 18F-FDG in preclinical cancer models. Mol Imaging Biol 14:553–560 Kessler RJ, Tyson CA, Green DE (1976) Mechanism of uncoupling in mitochondria: uncouplers as ionophores for cycling cations and protons. Proc Natl Acad Sci U S A 73:3141–3145 Freeman BA, Crapo JD (1981) Hyperoxia increases oxygen radical production in rat lungs and lung mitochondria. J Biol Chem 256:10986–10992 Churchill EN, Szweda LI (2005) Translocation of deltaPKC to mitochondria during cardiac reperfusion enhances superoxide anion production and induces loss in mitochondrial function. Arch Biochem Biophys 439:194–199 Hsu PP, Sabatini DM (2008) Cancer cell metabolism: Warburg and beyond. Cell 134:703–707 Pelicano H, Carney D, Huang P (2004) ROS stress in cancer cells and therapeutic implications. Drug Resist Updat 7:97–110 Chen LB (1988) Mitochondrial membrane potential in living cells. Annu Rev Cell Biol 4:155–181 Collins TJ, Berridge MJ, Lipp P, Bootman MD (2002) Mitochondria are morphologically and functionally heterogeneous within cells. EMBO J 21:1616–1627 Osman AM, Laane C, Hilhorst R (2001) Enhanced sensitivity of Cypridina luciferin analogue (CLA) chemiluminescence for the detection of *O2(−) with non-ionic detergents. Luminescence 16:45–50 Lee D, Khaja S, Velasquez-Castano JC et al (2007) In vivo imaging of hydrogen peroxide with chemiluminescent nanoparticles. Nat Mat 6:765–769 Dragulescu-Andrasi A, Chan CT, De A et al (2011) Bioluminescence resonance energy transfer (BRET) imaging of protein–protein interactions within deep tissues of living subjects. Proc Natl Acad Sci U S A 108:12060–12065 So MK, Xu C, Loening AM, Gambhir SS et al (2005) Self-illuminating quantum dot conjugates for in vivo imaging. Nat Biotechnol 24:339–343 Xiong L, Shuhendler AJ, Rao J (2012) Self-luminating BRET-FRET near-infrared dots for in vivo lymph-node mapping and tumour imaging. Nat Commun 3:1193 Zhang N, Francis KP, Prakash A, Ansaldi D (2013) Enhance detection of myeloperoxidase activity in deep tissues through luminescent excitation of near-infrared nanoparticles. Nat Med 19:500–505