Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sử dụng mô hình động vật trong các nghiên cứu tiền lâm sàng cho sự phát triển của lưới phẫu thuật cho chứng sa tạng chậu
International Urogynecology Journal - Trang 1-18 - 2024
Tóm tắt
Lưới polypropylene (PP) cho điều trị chứng sa tạng chậu (POP) đã gây ra nhiều lo ngại về các biến chứng lâu dài, dẫn đến việc bị cấm ở nhiều quốc gia. Để đáp ứng với điều này, các vật liệu mới đang được nghiên cứu như là các lựa chọn thay thế cho phẫu thuật sa tạng. Các mô hình động vật tiền lâm sàng đã đóng vai trò quan trọng trong việc xác thực các thiết bị y tế, trước khi tiến hành các thử nghiệm lâm sàng. Việc chuyển giao thành công những vật liệu này đòi hỏi phải xác định các mô hình động vật phù hợp có thể tái hiện lại bộ khung chậu của phụ nữ và các đặc tính sinh lý bệnh học của nó. Các thử nghiệm tiền lâm sàng in vivo đánh giá tính an toàn của lưới phẫu thuật và hiệu quả điều trị trong việc ngăn ngừa tái phát chứng sa tạng chậu. Nghiên cứu này đánh giá một cách nghiêm túc các mô hình động vật đã được sử dụng để kiểm tra tiền lâm sàng lưới chậu trong vòng một thập kỷ qua và đề xuất một mô hình hứa hẹn cho các nghiên cứu tiền lâm sàng trong tương lai. Chuột là động vật có vú phổ biến nhất được sử dụng cho các nghiên cứu về độc tính và khả năng tương thích sinh học qua việc cấy ghép bụng. Mặc dù động vật linh trưởng không phải con người luôn được coi là tiêu chuẩn vàng cho việc thử nghiệm hiệu quả, nhưng các vấn đề đạo đức đã hạn chế việc sử dụng chúng do sự tương đồng sinh học và nhận thức gần gũi với con người. Do đó, cừu là mô hình động vật lớn được ưa thích nhất nhờ vào sự tương đồng trong hệ thống sinh sản và khả năng có POP tự phát sau khi sinh. Nghiên cứu đóng góp những hiểu biết đáng giá vào việc lựa chọn các mô hình động vật thích hợp cho kiểm tra tiền lâm sàng lưới chậu, cung cấp hướng dẫn quan trọng để nâng cao tính an toàn và hiệu quả của các can thiệp phẫu thuật mới trong điều trị chứng sa tạng chậu.
Từ khóa
#polypropylene mesh #pelvic organ prolapse #preclinical models #surgical interventions #animal modelsTài liệu tham khảo
Liang R, Fisk A, King G, Meyn L, Xiao X, Moalli P. Characterization of vaginal immune response to a polypropylene mesh: diabetic vs. normoglycemic conditions. Acta Biomater. 2022;143:310–9. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2022.03.007.
Kisby CK, Shadrin IY, Rolland TJ, et al. Exosome-induced vaginal tissue regeneration in a porcine mesh exposure model. Female Pelvic Med Reconstr Surg. 2021;27:609–15.
Li H, Shu H, Qiao G, Dai Z. Visualization of implanted mesh in the pelvic reconstructive surgery using an X-ray-detectable thread. Arch Gynecol Obstet. 2021;304:965–73. https://doi.org/10.1007/s00404-021-06180-x.
Morch A, Doucède G, Lecomte-Grosbras P, Brieu M, Rubod C, Cosson M. Pelvic organ prolapse meshes: can they preserve the physiological behavior? J Mech Behav Biomed Mater. 2021;120:104569. https://doi.org/10.1016/j.jmbbm.2021.104569.
Peró M, Casani L, Castells-Sala C, Pérez ML, et al. Rabbit as an animal model for the study of biological grafts in pelvic floor dysfunctions. Sci Rep. 2021;11:10545. https://doi.org/10.1038/s41598-021-89698-z.
Knight KM, King GE, Palcsey SL, Artsen AM, Abramowitch SD, Moalli PA. A soft elastomer alternative to polypropylene for pelvic organ prolapse repair: a preliminary study. Int Urogynecol J. 2022;33:327–35. https://doi.org/10.1007/s00192-021-04792-0.
Kisby CK, Shadrin IY, Peng LT, et al. Impact of repeat dosing and mesh exposure chronicity on exosome-induced vaginal tissue regeneration in a porcine mesh exposure model. Female Pelvic Med Reconstr Surg. 2021;27:195–201.
Bickhaus JA, Fraser MO, Weidner AC, et al. Polycarbonate urethane mesh: a new material for pelvic reconstruction. Female Pelvic Med Reconstr Surg. 2021;27:e469–75.
Bickhaus JA, Fraser MO, Weidner AC, et al. Evaluation of host immune cellular and extracellular matrix responses to prolapse mesh with and without tension in a rat model. Female Pelvic Med Reconstr Surg. 2021;27:e385–91.
Eisenakh IA, Bondarev OI, Mozes VG, Lapii GA, Lushnikova EL. Features of in vitro degradation and physical properties of a biopolymer and in vivo tissue reactions in comparison with polypropylene. Bull Exp Biol Med. 2020;170:88–92. https://doi.org/10.1007/s10517-020-05010-5.
Deng M, Ding J, Ai F, Mao M, Zhu L. Impact of human umbilical cord-derived stem cells (HUMSCs) on host responses to a synthetic polypropylene mesh for pelvic floor reconstruction in a rat model. Cell Tissue Res. 2020;382:519–27. https://doi.org/10.1007/s00441-020-03234-5.
Mori da Cunha MGMC, Arts B, Hympanova L, et al. Functional supramolecular bioactivated electrospun mesh improves tissue ingrowth in experimental abdominal wall reconstruction in rats. Acta Biomater. 2020;106:82–91. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2020.01.041.
Emmerson S, Mukherjee S, Melendez-Munoz J, et al. Composite mesh design for delivery of autologous mesenchymal stem cells influences mesh integration, exposure and biocompatibility in an ovine model of pelvic organ prolapse. Biomaterials. 2019;225:119495. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2019.119495.
Doucède G, Morch A, Pouseele B, et al. Evolution of the Mechanical Properties of a mechanical properties of a medical device regarding implantation time. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2019;242:139–43. https://doi.org/10.1016/j.ejogrb.2019.08.021.
Ai F-F, Mao M, Zhang Y, Kang J, Zhu L. The in vivo biocompatibility of titanized polypropylene lightweight mesh is superior to that of conventional polypropylene mesh. Neurourol Urodyn. 2020;39:96–107. https://doi.org/10.1002/nau.24159.
Knight KM, Artsen AM, Routzong MR, King GE, Abramowitch SD, Moalli PA. New Zealand white rabbit: a novel model for prolapse mesh implantation via a lumbar colpopexy. Int Urogynecol J. 2020;31:91–9. https://doi.org/10.1007/s00192-019-04071-z.
Paul K, Darzi S, McPhee G, et al. 3D bioprinted endometrial stem cells on melt electrospun poly ε-caprolactone mesh for pelvic floor application promote anti-inflammatory responses in mice. Acta Biomater. 2019;97:162–76. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2019.08.003.
Shaffer RM, Liang R, Knight K, Carter-Brooks CM, Abramowitch S, Moalli PA. Impact of polypropylene prolapse mesh on vaginal smooth muscle in rhesus macaque. Am J Obstet Gynecol. 2019;221:330.e1–9. https://doi.org/10.1016/j.ajog.2019.05.008.
Ai F-F, Mao M, Zhang Y, Kang J, Zhu L. Experimental study of a new original mesh developed for pelvic floor reconstructive surgery. Int Urogynecol J. 2020;31:79–89. https://doi.org/10.1007/s00192-019-03947-4.
Hansen SG, Taskin MB, Chen M, Wogensen L, Vinge Nygaard J, Axelsen SM. Electrospun nanofiber mesh with fibroblast growth factor and stem cells for pelvic floor repair. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2020;108:48–55. https://doi.org/10.1002/jbm.b.34364.
Mukherjee S, Darzi S, Rosamilia A, et al. Blended nanostructured degradable mesh with endometrial mesenchymal stem cells promotes tissue integration and anti-inflammatory response in vivo for pelvic floor application. Biomacromolecules. 2019;20:454–68. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.8b01661.
Hympanova L, Mori da Cunha MGMC, Rynkevic R, et al. Experimental reconstruction of an abdominal wall defect with electrospun polycaprolactone-ureidopyrimidinone mesh conserves compliance yet may have insufficient strength. J Mech Behav Biomed Mater. 2018;88:431–41. https://doi.org/10.1016/j.jmbbm.2018.08.026.
Hympánová L, Rynkevic R, Román S, et al. Assessment of electrospun and ultra-lightweight polypropylene meshes in the sheep model for vaginal surgery. Eur Urol Focus. 2020;6:190–8. https://doi.org/10.1016/j.euf.2018.07.024.
Bronzatto E, Riccetto C. Pro-inflammatory cytokines and metalloproteinase activation in polypropylene mesh implant in rat subcutaneous tissue. Int Braz J Urol. 2018;44:819–25.
Lu Y, Fu S, Zhou S, et al. Preparation and biocompatibility evaluation of polypropylene mesh coated with electrospinning membrane for pelvic defects repair. J Mech Behav Biomed Mater. 2018;81:142–8. https://doi.org/10.1016/j.jmbbm.2018.02.030.
Ding J, Han Q, Deng M, et al. Induction of human umbilical cord mesenchymal stem cells into tissue-forming cells in a murine model: implications for pelvic floor reconstruction. Cell Tissue Res. 2018;372:535–47. https://doi.org/10.1007/s00441-017-2781-y.
Iva U, Nikhil S, Geertje C, et al. In vivo documentation of shape and position changes of MRI-visible mesh placed in rectovaginal septum. J Mech Behav Biomed Mater. 2017;75:379–89. https://doi.org/10.1016/j.jmbbm.2017.08.005.
Hympanova L, Mori da Cunha MGMC, Rynkevic R, et al. Physiologic musculofascial compliance following reinforcement with electrospun polycaprolactone-ureidopyrimidinone mesh in a rat model. J Mech Behav Biomed Mater. 2017;74:349–57. https://doi.org/10.1016/j.jmbbm.2017.06.032.
Lu Y, Dong S, Zhang P, Liu X, Wang X. Preparation of a polylactic acid knitting mesh for pelvic floor repair and in vivo evaluation. J Mech Behav Biomed Mater. 2017;74:204–13. https://doi.org/10.1016/j.jmbbm.2017.05.034.
Liang R, Knight K, Easley D, Palcsey S, Abramowitch S, Moalli PA. Towards rebuilding vaginal support utilizing an extracellular matrix bioscaffold. Acta Biomater. 2017;57:324–33. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2017.05.015.
Gokmen-Karasu AF, Aydin S, Sonmez FC, Adanir I, Ilhan G, Ates S. A rat hysteropexy model for evaluating adhesion formation and comparison of two different structured meshes. Int Urogynecol J. 2017;28:1695–700. https://doi.org/10.1007/s00192-017-3328-1.
Glindtvad C, Chen M, Vinge Nygaard J, et al. Electrospun biodegradable microfibers induce new collagen formation in a rat abdominal wall defect model: a possible treatment for pelvic floor repair? J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2018;106:680–8. https://doi.org/10.1002/jbm.b.33875.
Bigozzi MA, Provenzano S, Maeda F, Palma P, Riccetto C. In vivo biomechanical properties of heavy versus light weight monofilament polypropylene meshes. Does the knitting pattern matter?. Neurourol Urodyn. 2017;36:73–9. https://doi.org/10.1002/nau.22890.
Avila OR, Parizzi NG, Souza APM, Botini DS, Alves JY, Almeida SHM. Histological response to platelet-rich plasma added to polypropylene mesh implemented in rabbits. Int Braz J Urol. 2016;42:993–8.
Sabiniano R, Iva U, Geertje C, et al. Evaluating alternative materials for the treatment of stress urinary incontinence and pelvic organ prolapse: a comparison of the in vivo response to meshes implanted in rabbits. J Urol. 2016;196:261–9.https://doi.org/10.1016/j.juro.2016.02.067.
Alcalay M, Livneh M, Braun NM, Tov YS, Hod E. Mesh pullout force: comparative study of different deployment techniques in a sheep model. Int Urogynecol J. 2014;25:103–7. https://doi.org/10.1007/s00192-013-2162-3.
Cunha GR, Sinclair A, Ricke WA, Robboy SJ, Cao M, Baskin LS. Reproductive tract biology: of mice and men. Differentiation. 2019;110:49–63. https://doi.org/10.1016/j.diff.2019.07.004.
Otto LN, Slayden OD, Clark AL, Brenner RM. The rhesus macaque as an animal model for pelvic organ prolapse. Am J Obstet Gynecol. 2002;186:416–21. https://doi.org/10.1067/mob.2002.121723.
Jackson R, Hilson RPN, Roe AR, Perkins N, Heuer C, West DM. Epidemiology of vaginal prolapse in mixed-age ewes in New Zealand. N Z Vet J. 2014;62:328–37. https://doi.org/10.1080/00480169.2014.925788.
McLean JW. Vaginal prolapse in sheep. N Z Vet J. 1956;4:38–55. https://doi.org/10.1080/00480169.1956.33219.
Young N, Rosamilia A, Arkwright J, et al. Vaginal wall weakness in parous ewes: a potential preclinical model of pelvic organ prolapse. Int Urogynecol J. 2017;28:999–1004. https://doi.org/10.1007/s00192-016-3206-2.
Mansoor A, Curinier S, Campagne-Loiseau S, Platteeuw L, Jacquetin B, Rabischong B. Development of an ovine model for training in vaginal surgery for pelvic organ prolapse. Int Urogynecol J. 2017;28:1595–7. https://doi.org/10.1007/s00192-017-3292-9.
Chen J, Yu J, Morse A, et al. Effectiveness of self-cut vs mesh-kit titanium-coated polypropylene mesh for transvaginal treatment of severe pelvic organ prolapse: a multicenter randomized noninferiority clinical trial. JAMA Netw Open. 2022;5:e2231869. https://doi.org/10.1001/jamanetworkopen.2022.31869.
Abramowitch SD, Feola A, Jallah Z, Moalli PA. Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: a review. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2009;144:S146–58. https://doi.org/10.1016/j.ejogrb.2009.02.022.
Mori da Cunha MGMC, Mackova K, Hympanova LH, Bortolini MAT, Deprest J. Animal models for pelvic organ prolapse: systematic review. Int Urogynecol J. 2021;32:1331–44. https://doi.org/10.1007/s00192-020-04638-1.
Fang F, Zhao Z, Xiao J, Wen J, Wu J, Miao Y. Current practice in animal models for pelvic floor dysfunction. Int Urogynecol J. 2023;34:797–808. https://doi.org/10.1007/s00192-022-05387-z.
Flecknell P. Replacement, reduction and refinement. ALTEX. 2002;19:73–8.
Couri BM, Lenis AT, Borazjani A, Paraiso MFR, Damaser MS. Animal models of female pelvic organ prolapse: lessons learned. Expert Rev Obstet Gynecol. 2012;7:249–60.