Ảnh hưởng của nồng độ virus đến hiệu quả thu nhận virus đốm hồng tomato (TSWV) bởi Frankliniella occidentalis và ảnh hưởng của nhiệt độ đến thời gian có thể phát hiện virus trong xác

Australasian Plant Pathology - Tập 40 - Trang 120-125 - 2010
Shinichiro Okazaki1, Mitsuru Okuda2, Kazuhiro Komi3, Shuichi Yamasaki1, Shiori Okuda2, Tamito Sakurai4, Toru Iwanami5
1Oita Prefectural Agriculture, Forestry and Fisheries Research Center, Oita, Japan
2National Agricultural Research Center for Kyushu Okinawa Region, Kumamoto, Japan
3Kochi Agricultural Research Center, Nankoku, Japan
4National Agricultural Research Center for Tohoku Region, Morioka, Japan
5National Institute of Fruit Tree Science, Tsukuba, Japan

Tóm tắt

Hiệu quả thu nhận virus đốm hồng tomato (TSWV) bởi Frankliniella occidentalis đã được kiểm tra bằng cách sử dụng Datura stramonium bị nhiễm TSWV với các nồng độ virus khác nhau. Lượng TSWV trong lá đã được đo bằng phương pháp xét nghiệm miễn dịch enzyme liên kết với kháng thể đôi (DAS-ELISA) và phản ứng chuỗi polymerase phiên mã ngược định lượng (qRT-PCR). Tỷ lệ F. occidentalis mang virus có tương quan đáng kể với giá trị DAS-ELISA và qRT-PCR trong mẫu lá được cho ăn. Thời gian có thể phát hiện TSWV trong cơ thể trưởng thành F. occidentalis mang virus được bắt trên bẫy dính cũng đã được kiểm tra ở các nhiệt độ khác nhau. Ở nhiệt độ 25°C hoặc thấp hơn, TSWV vẫn có thể được phát hiện qua DAS-ELISA trong cơ thể ít nhất là 20 ngày sau khi bắt được F. occidentalis mang virus, mặc dù giá trị ELISA đã giảm dần theo thời gian, giảm nhanh hơn ở nhiệt độ cao. Lượng RNA TSWV được phát hiện bằng qRT-PCR đã giảm nhanh chóng. Giá trị trung bình giảm xuống một nửa trong một ngày, và chỉ còn 7,3% giá trị trung bình ban đầu sau 14 ngày.

Từ khóa

#virus đốm hồng tomato #hiệu quả thu nhận #Frankliniella occidentalis #nhiệt độ #thời gian phát hiện

Tài liệu tham khảo

Boissot N, Reynaud B, Letourmy P (1998) Temporal analysis of western flower thrips (Thysanoptera: Thripidae) population dynamics on Reunion Island. Environ Entomol 27:1437–1443 Cho JJ, Mau RFL, Hamasaki RT, Gonsalves D (1988) Detection of tomato spotted wilt virus in individual thrips by enzyme-linked immunosorbent assay. Phytopathology 78:1348–1352 Culbreath AK, Todd JW, Brown SL (2003) Epidemiology and management of tomato spotted wilt in peanut. Annu Rev Phytopathol 41:53–75 De Assis Filho FM, Deom CM, Sherwood JL (2004) Acquisition of Tomato spotted wilt virus by adults of two thrips species. Phytopathology 94:333–336 Fukumoto F, Tochihara H (1981) Effect of various additives on long-term preservation of tomato spotted wilt virus. Ann Phytopathol Soc Japan 47:688–690 [in Japanese with English figure captions] Moritz G, Kumm S, Mound L (2004) Tospovirus transmission depends on thrips ontogeny. Virus Res 100:143–149 Nagata T, Inoue-Nagata AK, Smid HM, Goldbach R, Peters D (1999) Tissue tropism related to vector competence of Frankliniella occidentalis for tomato spotted wilt tospovirus. J Gen Virol 80:507–515 Okazaki S, Okuda M, Komi K, Yoshimatsu H, Iwanami T (2007) Overwintering viruliferous Frankliniella occidentalis (Thysanoptera: Thripidae) as an infection source of Tomato spotted wilt virus in green pepper fields. Plant Dis 91:842–846 Pappu HR, Jones RAC, Jain RK (2009) Global status of tospovirus epidemics in diverse cropping systems: successes achieved and challenges ahead. Virus Res 141:219–236 Riley DG, Pappu HR (2004) Tactics for management of thrips (Thysanoptera: Thripidae) and tomato spotted wilt virus in tomato. J Econ Entomol 97:1648–1658 Rochow WF, Blizzard JW, Muller I, Waterworth HE (1976) Storage of preparations of barley yellow dwarf virus. Phytopathology 66:534–536 Sakurai T (2006) Optimum number of repetitions of petunia leaf disk assay for detecting adult Frankliniella occidentalis that transmits Tomato spotted wilt virus. Ann Rept Plant Prot North Japan 57:185–187 [in Japanese with Emglish abstract] Tsuda S, Fujisawa I, Hanada K, Hidaka S, Higo KI, Kameya-Iwaki M, Tomaru K (1994) Detection of tomato spotted wilt virus S RNA in individual thrips by reverse transcription and polymerase chain reaction. Ann Phytopathol Soc Japan 60:99–103 Ullman DE, Cho JJ, Mau RFL, Westcot DM, Custer DM (1992) A midgut barrier to tomato spotted wilt virus acquisition by adult western flower thrips. Phytopathology 82:1333–1342 Ullman DE, Sherwood JL, German TL (1997) Thrips as vectors of plant pathogens. In: Lewis TL (ed) Thrips as crop pests. CAB International, New York, pp 539–565 Van de Wetering F, Goldbach R, Peters D (1996) Tomato spotted wilt tospovirus ingestion by first instar larvae of Frankliniella occidentalis is a prerequisite for transmission. Phytopathology 86:900–905 Whitfield AE, Ullman DE, German TL (2005) Tospovirus-thrips interactions. Annu Rev Phytopathol 43:459–489 Wijkamp I, Peters D (1993) Determination of the median latent period of two tospoviruses in Frankliniella occidentalis, using a novel leaf disk assay. Phytopathology 83:986–991 Wijkamp I, Almarza N, Goldbach R, Peters D (1995) Distinct levels of specificity in thrips transmission of tospoviruses. Phytopathology 85:1069–1074 Yudin LS, Mitchell WC, Cho JJ (1987) Color preference of thrips (Thysanoptera: Thripidae) with reference to aphids (Homoptera: Aphididae) and leafminers in Hawaiian lettuce farms. J Econ Entomol 80:51–55 Zen S, Okuda M, Fuji S, Iwanami T (2008) The seasonal occurrence of viruliferous Thrips tabaci and the incidence of Iris yellow spot virus disease on lisianthus. J Plant Pathol 90:511–515