Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Biến đổi nhạy cảm của vật chủ do căng thẳng đối với ấu trùng ngao nước ngọt ký sinh
Tóm tắt
Số lượng ngày càng tăng các nghiên cứu chỉ ra vai trò quan trọng của mối quan hệ giữa vật chủ và ký sinh trùng cho sự tồn tại và phân bố của ngao nước ngọt. Các thí nghiệm trong phòng thí nghiệm là công cụ mạnh mẽ để định lượng sự tương thích sinh lý giữa ấu trùng ngao ký sinh và các vật chủ cá, và rõ ràng có thể áp dụng cho việc bảo tồn các loài. Tuy nhiên, những phát hiện gần đây chỉ ra rằng cần kiểm soát các thiên kiến do cường độ nhiễm trùng và phản ứng stress của vật chủ gây ra. Chúng tôi đã kiểm tra thành công quá trình biến thái của glochidia và phản ứng cortisol trong huyết tương của vật chủ bằng cách sử dụng glochidia của Lampsilis siliquoidea trên Lepomis macrochirus. Các mục tiêu chính là (1) so sánh thành công biến thái theo cường độ nhiễm trùng (số lượng glochidia đính kèm trên mỗi con cá) và (2) so sánh thành công biến thái giữa các phương pháp xử lý và lây nhiễm cá vật chủ là điển hình và giảm stress. Chúng tôi không phát hiện ảnh hưởng của mật độ bể glochidia được sử dụng để nhiễm cá (1000–4000–8000 glochidia l−1) hoặc cường độ nhiễm trùng đến thành công biến thái, mặc dù cortisol trong huyết tương của vật chủ có mối tương quan với cường độ nhiễm trùng sau 24 giờ. Những sự khác biệt nhỏ nhưng có ý nghĩa thống kê trong thành công biến thái đã được quan sát giữa phương pháp điển hình và phương pháp giảm stress. Tổng quan, các phương pháp thử nghiệm sự tương thích của vật chủ điển hình dường như là bền vững trước những biến số này, nhưng việc tăng cường chuẩn hóa các quy trình thí nghiệm trong phòng thí nghiệm có thể cung cấp dữ liệu dễ lặp lại hơn.
Từ khóa
#vật chủ #ký sinh trùng #ngao nước ngọt #stress #phản ứng cortisolTài liệu tham khảo
Barnhart, M. C., W. R. Haag & W. N. Roston, 2008. Adaptations to host infection and larval parasitism in the Unionoida. Journal of the North American Benthological Society 27: 370–394.
Barton, B. A., R. E. Peter & C. R. Paulencu, 1980. Plasma cortisol levels of fingerling rainbow trout (Salmo gairdneri) at rest, and subjected to handling, confinement, transport, and stocking. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences 37: 805–811.
Bauer, G., 1987a. The parasitic stage of the freshwater pearl mussel (Margaritifera margaritifera L.) I. Host response to glochidiosis. Archiv für Hydrobiologie 76: 393–402.
Bauer, G., 1987b. The parasitic stage of the freshwater pearl mussel (Margaritifera margaritifera L.) III. Host relationship. Archiv für Hydrobiologie 76: 413–423.
Blažek, R. & M. Gelnar, 2006. Temporal and spatial distribution of glochidial larval stages of European unionid mussels (Mollusca: Unionidae) on host fishes. Folia Parasitologica 53: 98–106.
Bly, J. E., S. M. Quiniou & L. W. Clem, 1997. Environmental effects on fish immune mechanisms. Developments in Biological Standardization 90: 33–43.
Dodd, B. J., M. C. Barnhart, C. L. Rogers-Lowery, T. B. Fobian & R. V. Dimock, 2005. Cross-resistance of largemouth bass to glochidia of unionid mussels. Journal of Parasitology 91: 1064–1072.
Dodd, B. J., M. C. Barnhart, C. L. Rogers-Lowery, T. B. Fobian & R. V. Dimock Jr., 2006. Persistence of acquired immunity of largemouth bass to glochidia of unionid mussels. Journal of Fish and Shellfish Immunity 21: 473–484.
Douda, K., 2015. Host-dependent vitality of juvenile freshwater mussels: implications for breeding programs and host evaluation. Aquaculture 445: 5–10.
Douda, K., P. Horký & M. Bílý, 2012. Host limitation of the thick-shelled river mussel: identifying the threats to declining affiliate species. Animal Conservation 15: 536–544.
Douda, K., J. Sell, L. Kubíková-Peláková, P. Horký, A. Kaczmarczyk & M. Mioduchowska, 2014. Host compatibility as a critical factor in management unit recognition: population-level differences in mussel-fish relationships. Journal of Applied Ecology 51: 1085–1095.
Dubansky, B., B. Whitaker & F. Galvez, 2011. Influence of cortisol on the attachment and metamorphosis of larval Utterbackia imbecillis on bluegill sunfish (Lepomis macrochirus). The Biological Bulletin 220: 97–106.
Ford, D. F. & A. M. Oliver, 2015. The known and potential hosts of texas mussels: implications for future research and conservation efforts. Freshwater Mollusk Biology and Conservation 18: 1–14.
Fritts, A., M. Fritts, D. Peterson, D. Fox & R. Bringolf, 2012. Critical linkage of imperiled species: gulf sturgeon as hosts for purple bankclimber mussels. Freshwater Science 31: 1223–1232.
Geist, J., 2010. Strategies for the conservation of endangered freshwater pearl mussels (Margaritifera margaritifera L.): a synthesis of conservation genetics and ecology. Hydrobiologia 644: 69–88.
Haag, W. R. & J. A. Stoeckel, 2015. The role of host abundance in regulating populations of freshwater mussels with parasitic larvae. Oecologia 178: 1159–1168.
Haag, W. R. & J. D. Williams, 2014. Biodiversity on the brink: an assessment of conservation strategies for North American freshwater mussels. Hydrobiologia 735: 45–60.
Jansen, W., G. Bauer & E. Zahner-Meike, 2001. Glochidial mortality in freshwater mussels. In Bauer, G. & K. Wachtler (eds.), Ecology and Evolution of the Freshwater Mussels Unionoida. Springer, Berlin.
Kat, P. W., 1984. Parasitism and the Unionacea (Bivalvia). Biological Reviews of the Cambridge Philosophical Society 59: 189–207.
Keller, A. E. & D. S. Ruessler, 1997. Determination or verification of host fish for nine species of unionid mussels. American Midland Naturalist 138: 402–407.
Kirk, S. G. & J. B. Layzer, 1997. Induced metamorphosis of freshwater mussel glochidia on nonhost fish. Nautilus 110: 102–106.
Levine, T. D., B. K. Lang & D. J. Berg, 2012. Physiological and ecological hosts of Popenaias popeii (Bivalvia: Unionidae): laboratory studies identify more hosts than field studies. Freshwater Biology 57: 1854–1864.
Meyers, T. R., R. E. Millemann & C. A. Fustish, 1980. Glochidiosis of salmonid fishes. IV. Humoral and tissue responses of coho and chinook salmon to experimental infection with Margaritifera margaritifera (L) (Pelecypoda, Margaritanidae). Journal of Parasitology 66: 274–281.
Österling, M. E., 2011. Test and application of a non-destructive photo-method investigating the parasitic stage of the threatened mussel Margaritifera margaritifera on its host fish Salmo trutta. Biological Conservation 144: 2984–2990.
Paling, J. E., 1968. A method of estimating the relative volumes of water flowing over the different gills of a freshwater fish. Journal of Experimental Biology 48: 533–544.
Pickering, A. D. & T. G. Pottinger, 1989. Stress responses and disease resistance in salmonid fish: effects of chronic elevation of plasma cortisol. Fish Physiology and Biochemistry 7: 253–258.
R Development Core Team, 2013. R: A Language and Environment for Statistical Computing. R Foundation for Statistical Computing, Viena.
Roberts, A. D. & M. C. Barnhart, 1999. Effects of temperature, pH, and CO2 on transformation of the glochidia of Anodonta suborbiculata on fish hosts and in vitro. Journal of the North American Benthological Society 18: 477–487.
Rogers, C. L. & R. V. Dimock, 2003. Acquired resistance of bluegill sunfish Lepomis macrochirus to glochidia larvae of the freshwater mussel Utterbackia imbecillis (Bivalvia : Unionidae) after multiple infections. Journal of Parasitology 89: 51–56.
Rogers-Lowery, C. L., R. V. Dimock Jr. & R. E. Kuhn, 2007. Antibody response of bluegill sunfish during development of acquired resistance against the larvae of the freshwater mussel Utterbackia imbecillis. Developmental and Comparative Immunology 31: 143–155.
Rohlenová, K., S. Morand, P. Hyršl, S. Tolarová, M. Flajšhans & A. Šimková, 2011. Are fish immune systems really affected by parasites? An immunoecological study of common carp (Cyprinus carpio). Parasites & Vectors 4: 120.
Schwalb, A. N., M. S. Poos & J. D. Ackerman, 2011. Movement of logperch-the obligate host fish for endangered snuffbox mussels: implications for mussel dispersal. Aquatic Sciences 73: 223–231.