Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Các sợi căng của tế bào cơ trơn mạch máu trong mô không thẳng hàng với phương hướng căng chính trong quá trình tạo áp lực bên trong lòng mạch
Tóm tắt
Các sợi căng (SFs) trong tế bào truyền tải các lực bên ngoài đến các nhân tế bào, làm thay đổi cấu trúc DNA, biểu hiện gen và hoạt động của tế bào. Để xác định liệu các SFs có tham gia vào việc truyền tín hiệu cơ học khi chịu áp lực bên trong lòng, nghiên cứu này đã điều tra hướng SF trong các tế bào cơ trơn (SMCs) thuộc mô động mạch chủ và biến dạng trong hướng SF. Các mô động mạch đã được cố định dưới áp lực sinh lý 120 mmHg. Đầu tiên, chúng tôi quan sát các SF được đánh dấu huỳnh quang bằng kính hiển vi hai photon. Kết quả tiết lộ rằng các SF trong cùng một lớp cơ trơn được căn chỉnh theo cùng một hướng, và giá trị tuyệt đối của góc căn chỉnh theo hướng vòng tròn là 16.8° ± 5.2° (n = 96, trung bình ± SD). Thứ hai, chúng tôi đã định lượng trường biến dạng trong mô động mạch tương ứng với các dấu hiệu bị làm phai màu. Kết quả cho thấy trong mặt phẳng hướng kính-radius, phương hướng biến dạng lớn nhất là − 21.3° ± 11.1°, và phương hướng biến dạng bình thường bằng 0 là 28.1° ± 10.2°. Vì vậy, các SFs trong SMCs động mạch chủ không nằm cùng đường với cả phương hướng biến dạng lớn nhất và phương hướng biến dạng bằng 0, mặc dù hướng của chúng tương đối gần với phương hướng biến dạng bằng 0. Những kết quả này gợi ý rằng các SFs trong SMCs động mạch chủ trải qua kéo giãn, nhưng không phải là tối đa và truyền lực đến các nhân tế bào dưới áp lực bên trong lòng.
Từ khóa
#các sợi căng #tế bào cơ trơn #áp lực bên trong lòng #truyền tín hiệu cơ học #mô động mạch chủTài liệu tham khảo
Foolen J, Deshpande VS, Kanters FMW, Baaijens FPT (2012) The influence of matrix integrity on stress-fiber remodeling in 3D. Biomaterials 33:7508–7518. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2012.06.103
Fung YC (1981) Biomechanics: mechanical properties of living tissues, 2nd edn. Springer-Verlag, New York
Hayakawa K, Tatsumi H, Sokabe M (2008) Actin stress fibers transmit and focus force to activate mechanosensitive channels. J Cell Sci 121:496–503. https://doi.org/10.1242/jcs.022053
Jayyosi C, Fargier G, Coret M, Bruyère-Garnier K (2014) Photobleaching as a tool to measure the local strain field in fibrous membranes of connective tissues. Acta Biomater 10:2591–2601. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2014.02.031
Kanda K, Matsuda T, Oka T (1993) Mechanical stress induced cellular orientation and phenotypic modulation of 3-D cultured smooth muscle cells. ASAIO J 39:M686–M690. https://doi.org/10.1177/096368979400300605
Karimi A, Milewicz DM (2016) Structure of the elastin-contractile units in the thoracic aorta and how genes that cause thoracic aortic aneurysms and dissections disrupt this structure. Can J Cardiol 32:26–34. https://doi.org/10.1016/j.cjca.2015.11.004
Kaunas R, Deguchi S (2011) Multiple roles for myosin II in tensional homeostasis under mechanical loading. Cell Mol Bioeng 4:182–191. https://doi.org/10.1007/s12195-011-0175-x
Kaunas R, Usami S, Chien S (2006) Regulation of stretch-induced JNK activation by stress fiber orientation. Cell Signal 18:1924–1931. https://doi.org/10.1016/j.cellsig.2006.02.008
Learoyd BM, Taylor MG (1966) Alterations with age in the viscoelastic properties of human arterial walls. Circ Res 18:278–292. https://doi.org/10.1161/01.res.18.3.278
Li Q, Muragaki Y, Ueno H, Ooshima A (1997) Stretch-induced proliferation of cultured vascular smooth muscle cells and a possible involvement of local renin-angiotensin system and platelet-derived growth factor (PDGF). Hypertens Res 20:217–223. https://doi.org/10.1291/hypres.20.217
Liu SQ (1998) Influence of tensile strain on smooth muscle cell orientation in rat blood vessels. J Biomech Eng 120:313–320. https://doi.org/10.1115/1.2797996
Lu L, Feng Y, Hucker WJ, Oswald SJ, Longmore GD (2008) Yin FC-P Actin stress fiber pre-extension in human aortic endothelial cells. Cell Motil 65:281–294. https://doi.org/10.1002/cm.20260
Matsumoto T, Hayashi K (1996a) Response of arterial wall to hypertension and residual stress. In: Hayashi K, Kamiya A, Ono K (eds) Biomechanics: Functional Adaptation and Remodeling. Springer, Japan, pp 93–119. https://doi.org/10.1007/978-4-431-68317-9_5
Matsumoto T, Hayashi K (1996b) Stress and strain distribution in hypertensive and normotensive rat aorta considering residual strain. J Biomech Eng 118:62–73. https://doi.org/10.1115/1.2795947
Nagayama K, Kimura Y, Makino N, Matsumoto T (2012) Strain waveform dependence of stress fiber reorientation in cyclically stretched osteoblastic cells: effects of viscoelastic compression of stress fibers. Am J Physiol-Cell Physiol 302:C1469–C1478. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00155.2011
Nagayama K, Matsumoto T (2004) Mechanical anisotropy of rat aortic smooth muscle cells decreases with their contraction (possible effect of actin filament orientation). JSME Int J Ser C Mech Syst, Mach Elements Manuf 47:985–991. https://doi.org/10.1299/jsmec.47.985
Nagayama K, Yahiro Y, Matsumoto T (2011) Stress fibers stabilize the position of intranuclear DNA through mechanical connection with the nucleus in vascular smooth muscle cells. FEBS Lett 585:3992–3997. https://doi.org/10.1016/j.febslet.2011.11.006
Polte TR, Eichler GS, Wang N, Ingber DE (2004) Extracellular matrix controls myosin light chain phosphorylation and cell contractility through modulation of cell shape and cytoskeletal prestress. Am J Physiol Cell Physiol 286:C518–C528. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00280.2003
Schindelin J, Arganda-Carreras I, Frise E, Kaynig V, Longair M, Pietzsch T, Preibisch S, Rueden C, Saalfeld S, Schmid B, Tinevez J-Y, White DJ, Hartenstein V, Eliceiri K, Tomancak P, Cardona A (2012) Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods 9:676–682. https://doi.org/10.1038/nmeth.2019
Song J, Hu B, Qu H, Bi C, Huang X, Zhang M (2012) Mechanical stretch modulates microRNA 21 expression, participating in proliferation and apoptosis in cultured human aortic smooth muscle cells. PLoS ONE 7:e47657. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0047657
Stanley AG, Patel H, Knight AL, Williams B (2000) Mechanical strain-induced human vascular matrix synthesis: the role of angiotensin II. J Renin Angiotensin Aldosterone Syst 1:32–35. https://doi.org/10.3317/jraas.2000.007
Sugita S, Kato M, Wataru F, Nakamura M (2020) Three-dimensional analysis of the thoracic aorta microscopic deformation during intraluminal pressurization. Biomech Model Mechanobiol 19:147–157. https://doi.org/10.1007/s10237-019-01201-w
Sugita S, Matsumoto T (2017) Multiphoton microscopy observations of 3D elastin and collagen fiber microstructure changes during pressurization in aortic media. Biomech Model Mechanobiol 16:763–773. https://doi.org/10.1007/s10237-016-0851-9
Tajik A, Zhang Y, Wei F, Sun J, Jia Q, Zhou W, Singh R, Khanna N, Belmont AS, Wang N (2016) Transcription upregulation via force-induced direct stretching of chromatin. Nat Mater 15:1287–1296. https://doi.org/10.1038/nmat4729
Takemasa T, Yamaguchi T, Yamamoto Y, Sugimoto K, Yamashita K (1998) Oblique alignment of stress fibers in cells reduces the mechanical stress in cyclically deforming fields. Eur J Cell Biol 77:91–99. https://doi.org/10.1016/S0171-9335(98)80076-9
Tirlapur UK, König K, Peuckert C, Krieg R, Halbhuber K-J (2001) Femtosecond near-infrared laser pulses elicit generation of reactive oxygen species in mammalian cells leading to apoptosis-like death. Exp Cell Res 263:88–97. https://doi.org/10.1006/excr.2000.5082
Tondon A, Kaunas R (2014) The direction of stretch-induced cell and stress fiber orientation depends on collagen matrix stress. PLoS ONE 9:e89592. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0089592
Versaevel M, Grevesse T, Gabriele S (2012) Spatial coordination between cell and nuclear shape within micropatterned endothelial cells. Nat Commun 3:671. https://doi.org/10.1038/ncomms1668
Wang JH, Yang G, Li Z (2005) Controlling cell responses to cyclic mechanical stretching. Ann Biomed Eng 33:337–342. https://doi.org/10.1007/s10439-005-1736-8
Wang N, Suo Z (2005) Long-distance propagation of forces in a cell. Biochem Biophys Res Commun 328:1133–1138. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2005.01.070
Wiener J, Loud AV, Giacomelli F, Anversa P (1977) Morphometric analysis of hypertension-induced hypertrophy of rat thoracic aorta. Am J Pathol 88:619–634
Wu W-H, Hu C-P, Chen X-P, Zhang W-F, Li X-W, Xiong X-M, Li Y-J (2011) MicroRNA-130a mediates proliferation of vascular smooth muscle cells in hypertension. Am J Hypertens 24:1087–1093. https://doi.org/10.1038/ajh.2011.116