Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Tăng cường biểu hiện PGC-1α do ảnh hưởng của ma trận cứng và sự gia tăng sinh tổng hợp ty thể cùng khả năng kháng stress oxy trong ung thư phổi không tế bào nhỏ
Tóm tắt
Các chiến lược chuyển hóa trong các vi môi trường khác nhau có thể ảnh hưởng đến khả năng thích ứng chuyển hóa của tế bào ung thư, cuối cùng tác động đến phản ứng điều trị. Hiểu các thay đổi chuyển hóa của tế bào ung thư trong các vi môi trường khác nhau là rất quan trọng cho sự thành công của liệu pháp điều trị. Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã nuôi cấy tế bào ung thư phổi không tế bào nhỏ trong ba vi môi trường khác nhau (bề mặt hai chiều (2D), giá đỡ 3D xốp mềm đàn hồi 2 wt% và giá đỡ 3D xốp cứng đàn hồi 4 wt%) để điều tra tác động của độ đàn hồi của giá đỡ cũng như cài đặt nuôi cấy 2D và 3D đến khả năng thích ứng chuyển hóa của tế bào ung thư. Các kết quả cho thấy biểu hiện PGC-1α nhạy cảm với độ đàn hồi của giá đỡ 3D. Biểu hiện PGC-1α tăng rõ rệt ở tế bào ung thư được nuôi cấy trong giá đỡ 3D xốp cứng đàn hồi 4 wt% so với tế bào được nuôi cấy trong giá đỡ 3D xốp mềm đàn hồi 2 wt% hoặc trên bề mặt 2D, tăng cường sinh tổng hợp ty thể và khả năng kháng stress oxy của tế bào ung thư phổi không tế bào nhỏ thông qua khả năng giải độc loại hình oxy phản ứng (ROS) tăng lên. Tuy nhiên, biểu hiện phosphofructokinase-1 (PFK-1), một enzyme giới hạn tốc độ chính trong quá trình glycolysis, không thay đổi đáng kể trong ba vi môi trường, cho thấy rằng vi môi trường có thể không ảnh hưởng đến giai đoạn đầu tiên của glycolysis. Ngược lại, biểu hiện transporter monocarboxylate 1 (MCT1) trong nuôi cấy 3D giảm đáng kể so với nuôi cấy 2D nhưng không có sự khác biệt đáng kể giữa các giá đỡ mềm và cứng, cho thấy biểu hiện MCT1 nhạy cảm hơn với hình dạng của các môi trường nuôi cấy khác nhau 2D và 3D xung quanh tế bào nhưng không bị ảnh hưởng bởi độ đàn hồi của giá đỡ. Tóm lại, những kết quả này chứng minh rằng sự khác biệt trong vi môi trường của tế bào ung thư có tác động sâu sắc đến phản ứng chuyển hóa của chúng.
Từ khóa
#ung thư phổi #PGC-1α #nuôi cấy 2D #nuôi cấy 3D #metabolism #stress oxyTài liệu tham khảo
Barbosa, I. A., N. G. Machado, A. J. Skildum, P. M. Scott, and P. J. Oliveira. Mitochondrial remodeling in cancer metabolism and survival: potential for new therapies. Biochim. Biophys. Acta (BBA). 238–254:2012, 1826.
Beloueche-Babari, M., et al. MCT1 inhibitor AZD3965 increases mitochondrial metabolism, facilitating combination therapy and noninvasive magnetic resonance spectroscopy. Cancer Res. 77:5913–5924, 2017.
Bissell, M. J., and W. C. Hines. Why don’t we get more cancer? A proposed role of the microenvironment in restraining cancer progression. Nat. Med. 17:320–329, 2011.
Cazzaniga, M., and B. Bonanni. Relationship between metabolic reprogramming and mitochondrial activity in cancer cells. Understanding the anticancer effect of metformin and its clinical implications. Anticancer Res. 35:5789–5796, 2015.
Cheng, G., et al. Mitochondria-targeted drugs synergize with 2-deoxyglucose to trigger breast cancer cell death. Cancer Res. 72:2634–2644, 2012.
Cheng, G., J. Zielonka, D. McAllister, S. Tsai, M. B. Dwinell, and B. Kalyanaraman. Profiling and targeting of cellular bioenergetics: inhibition of pancreatic cancer cell proliferation. Br. J. Cancer. 111:85–93, 2014.
Cox, T. R., and J. T. Erler. Remodeling and homeostasis of the extracellular matrix: implications for fibrotic diseases and cancer. Dis. Model. Mech. 4:165–178, 2011.
Doench, J. G. Am I ready for CRISPR? A user’s guide to genetic screens. Nat. Rev. Genet. 19:67–80, 2018.
Fantin, V. R., J. St-Pierre, and P. Leder. Attenuation of LDH-a expression uncovers a link between glycolysis, mitochondrial physiology, and tumor maintenance. Cancer Cell. 9:425–434, 2006.
Faubert, B., et al. Lactate metabolism in human lung tumors. Cell. 171:358–371, 2017.
Florczyk, S. J., F. M. Kievit, K. Wang, A. E. Erickson, R. G. Ellenbogen, and M. Zhang. 3D porous chitosan–alginate scaffolds promote proliferation and enrichment of cancer stem-like cells. J. Mater. Chem. B. 4:6326–6334, 2016.
Gao, Y., K. Peng, and S. Mitragotri. Covalently crosslinked hydrogels via step-growth reactions: crosslinking chemistries, polymers, and clinical impact. Adv. Mater. 33:2006362, 2021.
Gargiulo, G., M. Serresi, M. Cesaroni, D. Hulsman, and M. Van Lohuizen. In vivo shRNA screens in solid tumors. Nat. Protoc. 9:2880–2902, 2014.
Gottlieb, E., and I. P. M. Tomlinson. Mitochondrial tumour suppressors: a genetic and biochemical update. Nat. Rev. Cancer. 5:857–866, 2005.
Halestrap, A. P. Monocarboxylic acid transport. Compr. Physiol. 3:1611–1643, 2013.
Handschin, C., et al. Skeletal muscle fiber-type switching, exercise intolerance, and myopathy in PGC-1α muscle-specific knock-out animals. J. Biol. Chem. 282:30014–30021, 2007.
Hutmacher, D. W. Biomaterials offer cancer research the third dimension. Nat. Mater. 9:90–93, 2010.
Jose, C., N. Bellance, and R. Rossignol. Choosing between glycolysis and oxidative phosphorylation: a tumor’s dilemma? Biochim. Biophys. Acta (BBA). 552–561:2011, 1807.
Kirdponpattara, S., A. Khamkeaw, N. Sanchavanakit, P. Pavasant, and M. Phisalaphong. Structural modification and characterization of bacterial cellulose–alginate composite scaffolds for tissue engineering. Carbohydr. Polym. 132:146–155, 2015.
Koppenol, W. H., P. L. Bounds, and C. V. Dang. Otto Warburg’s contributions to current concepts of cancer metabolism. Nat. Rev. Cancer. 11:325–337, 2011.
LeBleu, V. S., et al. PGC-1α mediates mitochondrial biogenesis and oxidative phosphorylation in cancer cells to promote metastasis. Nat. Cell Biol. 16:992–1003, 2014.
Li, Z., H. R. Ramay, K. D. Hauch, D. Xiao, and M. Zhang. Chitosan–alginate hybrid scaffolds for bone tissue engineering. Biomaterials. 26:3919–3928, 2005.
Luengo, A., D. Y. Gui, and M. G. Vander Heiden. Targeting metabolism for cancer therapy. Cell Chem. Biol. 24:1161–1180, 2017.
Marchiq, I., R. Le Floch, D. Roux, M.-P. Simon, and J. Pouyssegur. Genetic disruption of lactate/H+ symporters (MCTs) and their subunit CD147/BASIGIN sensitizes glycolytic tumor cells to phenformin. Cancer Res. 75:171–180, 2015.
Matoba, S., et al. p53 regulates mitochondrial respiration. Science (80-). 312:1650–1653, 2006.
McMillan, E. A., et al. Chemistry-first approach for nomination of personalized treatment in lung cancer. Cell. 173:864–878, 2018.
Michelakis, E. D., et al. Metabolic modulation of glioblastoma with dichloroacetate. Sci. Transl. Med. 2:31ra34-31ra34, 2010.
Moreno-Sánchez, R., S. Rodriguez-Enriquez, A. Marin-Hernández, and E. Saavedra. Energy metabolism in tumor cells. FEBS J. 274:1393–1418, 2007.
Ozel, D., R. Y. Bayraktarli, and Z. U. Coskun. Re: Shear wave elastography for localization of prostate cancer lesions and assessment of elasticity thresholds: implications for targeted biopsies and active surveillance protocols. J. Urol. 193:794–800, 2015.
Park, J. S., et al. Mechanical regulation of glycolysis via cytoskeleton architecture. Nature. 578:621–626, 2020.
Samani, A., J. Zubovits, and D. Plewes. Elastic moduli of normal and pathological human breast tissues: an inversion-technique-based investigation of 169 samples. Phys. Med. Biol. 52:1565, 2007.
Sancho, P., D. Barneda, and C. Heeschen. Hallmarks of cancer stem cell metabolism. Br. J. Cancer. 114:1305–1312, 2016.
St-Pierre, J., et al. Suppression of reactive oxygen species and neurodegeneration by the PGC-1 transcriptional coactivators. Cell. 127:397–408, 2006.
Sullivan, L. B., and N. S. Chandel. Mitochondrial reactive oxygen species and cancer. Cancer Metab. 2:1–12, 2014.
Tasdogan, A., et al. Metabolic heterogeneity confers differences in melanoma metastatic potential. Nature. 577:115–120, 2020.
Vazquez, F., et al. PGC1$α$ expression defines a subset of human melanoma tumors with increased mitochondrial capacity and resistance to oxidative stress. Cancer Cell. 23:287–301, 2013.
Viswanathan, V. S., et al. Dependency of a therapy-resistant state of cancer cells on a lipid peroxidase pathway. Nature. 547:453–457, 2017.
Wang, K., F. M. Kievit, S. J. Florczyk, Z. R. Stephen, and M. Zhang. 3D porous chitosan–alginate scaffolds as an in vitro model for evaluating nanoparticle-mediated tumor targeting and gene delivery to prostate cancer. Biomacromolecules. 16:3362–3372, 2015.
Warburg, O. On the origin of cancer cells. Science. 123:309–314, 1956.
Wellman, P., R.D. Howe, E. Dalton, and K.A. Kern. Breast tissue stiffness in compression is correlated to histological diagnosis. Harvard BioRobotics Lab. Tech. Rep. 1, 1999.
Xu, K., et al. 3D porous chitosan-alginate scaffold stiffness promotes differential responses in prostate cancer cell lines. Biomaterials.217:119311, 2019.
Yu, H., J. K. Mouw, and V. M. Weaver. Forcing form and function: biomechanical regulation of tumor evolution. Trends Cell Biol. 21:47–56, 2011.