Quy trình vận hành tiêu chuẩn cho xét nghiệm chuyển dịch nhiệt huỳnh quang (FTSA) nhằm xác định sự gắn kết giữa protein và ligand cũng như độ ổn định của protein

European Biophysics Journal - Tập 50 - Trang 373-379 - 2021
Egidijus Kazlauskas1, Vytautas Petrauskas1, Vaida Paketurytė1, Daumantas Matulis1
1Department of Biothermodynamics and Drug Design, Institute of Biotechnology, Life Sciences Center, Vilnius University, Vilnius, Lithuania

Tóm tắt

Một quy trình vận hành tiêu chuẩn cho xét nghiệm chuyển dịch nhiệt huỳnh quang (FTSA) được cung cấp, mô tả các ứng dụng, lợi ích và hạn chế điển hình của nó. FTSA là một xét nghiệm đơn giản, đáng tin cậy, phổ quát và nhanh chóng để xác định độ gắn kết giữa protein và ligand cũng như độ ổn định của protein trong điều kiện có nhiều tá dược và các điều kiện dung dịch khác nhau. Do đó, xét nghiệm này rất hữu ích cho việc đặc trưng trực tiếp các protein được sản xuất tái tổ hợp mới. Xét nghiệm có dải động rộng cho phép xác định đồng thời độ gắn kết trong khoảng milimolar đến picomolar. Xét nghiệm có thể được sử dụng cho hầu hết mọi protein có độ tan và ổn định đủ trong dung dịch nước được nghiên cứu. Tại đây, chúng tôi cung cấp các ví dụ và các quy trình thí nghiệm điển hình cho cả việc xác định độ gắn kết và độ ổn định.

Từ khóa

#xét nghiệm chuyển dịch nhiệt huỳnh quang #protein #ligand #độ gắn kết #độ ổn định #tá dược

Tài liệu tham khảo

Anderson SR, Weber G (1969) Fluorescence polarization of the complexes of 1-anilino-8-naphthalenesulfonate with bovine serum albumin. Evidence for preferential orientation of the ligand. Biochemistry 8:371–377 Baranauskienė L, Hilvo M, Matulienė J et al (2010) Inhibition and binding studies of carbonic anhydrase isozymes I, II and IX with benzimidazo[1,2-c][1,2,3]thiadiazole-7-sulphonamides. J Enzyme Inhib Med Chem 25:863–870. https://doi.org/10.3109/14756360903571685 Biter AB, de la Peña AH, Thapar R et al (2016) DSF guided refolding as a novel method of protein production. Sci Rep 6:18906. https://doi.org/10.1038/srep18906 Brandts JF, Lin LN (1990) Study of strong to ultratight protein interactions using differential scanning calorimetry. Biochemistry 29:6927–6940 Cimmperman P, Matulis D (2011) Protein thermal denaturation measurements via a fluorescent dye. In: Podjarny A, Dejaegere AP, Kieffer B (eds) RSC biomolecular sciences. Royal Society of Chemistry, Cambridge, pp 247–274 Cimmperman P, Baranauskienė L, Jachimovičiūtė S et al (2008) A quantitative model of thermal stabilization and destabilization of proteins by ligands. Biophys J 95:3222–3231. https://doi.org/10.1529/biophysj.108.134973 Crowther GJ, He P, Rodenbough PP et al (2010) Use of thermal melt curves to assess the quality of enzyme preparations. Anal Biochem 399:268–275. https://doi.org/10.1016/j.ab.2009.12.018 Gao K, Oerlemans R, Groves MR (2020) Theory and applications of differential scanning fluorimetry in early-stage drug discovery. Biophys Rev 12:85–104. https://doi.org/10.1007/s12551-020-00619-2 Kairys V, Baranauskiene L, Kazlauskiene M et al (2019) Binding affinity in drug design: experimental and computational techniques. Expert Opin Drug Discov. https://doi.org/10.1080/17460441.2019.1623202 Layton CJ, Hellinga HW (2010) Thermodynamic analysis of ligand-induced changes in protein thermal unfolding applied to high-throughput determination of ligand affinities with extrinsic fluorescent dyes. Biochemistry 49:10831–10841. https://doi.org/10.1021/bi101414z Layton CJ, Hellinga HW (2011) Quantitation of protein–protein interactions by thermal stability shift analysis. Protein Sci 20:1439–1450. https://doi.org/10.1002/pro.674 Linkuvienė V, Zubrienė A, Manakova E et al (2018) Thermodynamic, kinetic, and structural parameterization of human carbonic anhydrase interactions toward enhanced inhibitor design. Q Rev Biophys. https://doi.org/10.1017/S0033583518000082 Lo M-C, Aulabaugh A, Jin G et al (2004) Evaluation of fluorescence-based thermal shift assays for hit identification in drug discovery. Anal Biochem 332:153–159. https://doi.org/10.1016/j.ab.2004.04.031 Matulis D, Lovrien R (1998) 1-anilino-8-naphthalene sulfonate anion-protein binding depends primarily on ion pair formation. Biophys J 74:422–429. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(98)77799-9 Matulis D, Baumann CG, Bloomfield VA, Lovrien RE (1999) 1-Anilino-8-naphthalene sulfonate as a protein conformational tightening agent. Biopolymers 49:451–458. https://doi.org/10.1002/(SICI)1097-0282(199905)49:6%3c451::AID-BIP3%3e3.0.CO;2-6 Matulis D, Kranz JK, Salemme FR, Todd MJ (2005) Thermodynamic stability of carbonic anhydrase: measurements of binding affinity and stoichiometry using ThermoFluor. Biochemistry 44:5258–5266. https://doi.org/10.1021/bi048135v McDonnell PA, Yanchunas J, Newitt JA et al (2009) Assessing compound binding to the Eg5 motor domain using a thermal shift assay. Anal Biochem 392:59–69. https://doi.org/10.1016/j.ab.2009.05.044 Niesen FH, Berglund H, Vedadi M (2007) The use of differential scanning fluorimetry to detect ligand interactions that promote protein stability. Nat Prot 2:2212–2221. https://doi.org/10.1038/nprot.2007.321 Pantoliano MW, Petrella EC, Kwasnoski JD et al (2001) High-density miniaturized thermal shift assays as a general strategy for drug discovery. J Biomol Screen 6:429–440. https://doi.org/10.1177/108705710100600609 Petrauskas V, Zubrienė A, Todd MJ, Matulis D (2019) Inhibitor binding to carbonic anhydrases by fluorescent thermal shift assay. In: Matulis D (ed) Carbonic anhydrase as drug target: thermodynamics and structure of inhibitor binding. Springer International Publishing, Cham, pp 63–78 Scott DE, Spry C, Abell C (2016) Differential scanning fluorimetry as part of a biophysical screening cascade. In: Erlanson DA, Jahnke W (eds) Methods and principles in medicinal chemistry. Wiley-VCH Verlag GmbH & Co KGaA, Weinheim, pp 139–172 Semisotnov GV, Rodionova NA, Razgulyaev OI et al (1991) Study of the “molten globule” intermediate state in protein folding by a hydrophobic fluorescent probe. Biopolymers 31:119–128 Slavik J, Horak J, Rihova L, Kotyk A (1982) Anilinonaphthalene sulfonate fluorescence and amino acid transport in yeast. J Membr Biol 64:175–179 Vedadi M, Niesen FH, Allali-Hassani A et al (2006) Chemical screening methods to identify ligands that promote protein stability, protein crystallization, and structure determination. Proc Natl Acad Sci 103:15835–15840. https://doi.org/10.1073/pnas.0605224103 Wang Y, van Oosterwijk N, Ali AM et al (2017) A systematic protein refolding screen method using the DGR approach reveals that time and secondary TSA are essential variables. Sci Rep 7:9355. https://doi.org/10.1038/s41598-017-09687-z Yanchunas J, Langley DR, Tao L et al (2005) Molecular basis for increased susceptibility of isolates with atazanavir resistance-conferring substitution I50L to other protease inhibitors. Antimicrob Agents Chemother 49:3825–3832. https://doi.org/10.1128/AAC.49.9.3825-3832.2005