Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Điều trị bằng protein fusion yếu tố kích thích thuộc địa 1 ổn định làm tăng nguồn dự trữ tế bào gốc huyết học và nâng cao khả năng di động của chúng ở chuột
Tóm tắt
Hóa trị liệu trước đó và/hoặc các bệnh lý tiềm ẩn thường dẫn đến sự di động kém của tế bào gốc huyết học (HSC) cho việc cấy ghép ở bệnh nhân ung thư. Tăng số lượng HSC có sẵn trước khi di động là một chiến lược tiềm năng để vượt qua sự thiếu hụt này. Các đại thực bào trong tủy xương (BM) là thiết yếu cho việc duy trì các ngách hỗ trợ HSC và cho phép cấy ghép ở người nhận ghép. Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã xem xét tiềm năng điều trị bằng yếu tố kích thích thuộc địa tái tổ hợp đã được sửa đổi 1 (CSF1) của người cho nhằm ảnh hưởng đến ngách HSC và mở rộng nguồn HSC cho cấy ghép tự thân. Chúng tôi đã áp dụng một phác đồ điều trị cấp tính với protein fusion CSF1 Fc (CSF1-Fc, tiêm hàng ngày trong 4 ngày liên tiếp) cho những con chuột C57Bl/6 chưa được xử lý. Tác động của điều trị lên số lượng đại thực bào và HSC, chức năng HSC và toàn bộ quá trình huyết học đã được đánh giá cả ở đỉnh tác động của thuốc theo dự đoán và trong giai đoạn phục hồi sau điều trị. Một chiến lược điều trị tuần tự sử dụng CSF1-Fc sau đó là yếu tố kích thích thuộc địa bạch cầu hạt (G-CSF) đã được sử dụng để kiểm tra tác động của việc di động HSC. Các kết quả được đánh giá bằng hình ảnh in situ và tiêu chuẩn lưu lượng tế bào dòng chảy ex vivo với xác thực chức năng qua xét nghiệm hình thành thuộc địa và xét nghiệm cấy ghép cạnh tranh. Điều trị CSF1-Fc đã gây ra sự gia tăng tạm thời của các tế bào đơn nhân-đại thực bào trong BM và lách, gây ảnh hưởng đến quá trình sinh ra B lympho trong BM và sự ổn định của tế bào gốc huyết học và các tế bào tiền thân (HSPC). Trong giai đoạn phục hồi sau khi ngừng điều trị CSF1-Fc, sự bình thường hóa của quá trình huyết học đi kèm với sự tăng lên của tổng thể HSPC có sẵn. Nhiều phương pháp xác nhận rằng CD48−CD150+ HSC không biểu hiện thụ thể CSF1, cho thấy tác động trực tiếp của CSF1-Fc lên các tế bào này không xảy ra. Trong lách, sự gia tăng HSC liên quan đến việc biểu hiện marker đại thực bào ngách HSC BM CD169 trong các đại thực bào đỏ, cho thấy việc cấy ghép lách tăng lên với CD48−CD150+ HSC là thứ yếu với tác động của đại thực bào CSF1-Fc. Các thử nghiệm cấy ghép cạnh tranh cho thấy việc tiền điều trị người cho bằng CSF1-Fc đã làm tăng số lượng và tiềm năng tái cấu trúc của HSPC trong máu sau phác đồ di động HSC của điều trị G-CSF. Các kết quả này cho thấy rằng việc điều chỉnh với CSF1-Fc có thể là một chiến lược trị liệu để vượt qua sự di động kém HSC và từ đó cải thiện kết quả cấy ghép HSC.
Từ khóa
#huyết học; tế bào gốc; cấy ghép; điều trị protein fusion; đại thực bào; CSF1Tài liệu tham khảo
Perseghin P, Terruzzi E, Dassi M, et al. Management of poor peripheral blood stem cell mobilization: Incidence, predictive factors, alternative strategies and outcome. A retrospective analysis on 2177 patients from three major Italian institutions. Transfus Apheresis Sci. 2009;41(1):33–7.
To LB, Levesque JP, Herbert KE. How I treat patients who mobilize hematopoietic stem cells poorly. Blood. 2011;118(17):4530–40.
Domingues MJ, Nilsson SK, Cao B. New agents in HSC mobilization. Int J Hematol. 2017;105(2):141–52.
Winkler IG, Sims NA, Pettit AR, et al. Bone marrow macrophages maintain hematopoietic stem cell (HSC) niches and their depletion mobilizes HSCs. Blood. 2010;116(23):4815–28.
Chow A, Lucas D, Hidalgo A, et al. Bone marrow CD169+ macrophages promote the retention of hematopoietic stem and progenitor cells in the mesenchymal stem cell niche. J Exp Med. 2011;208(2):261–71.
Chang KH, Sengupta A, Nayak RC, et al. p62 is required for stem cell/progenitor retention through inhibition of IKK/NF-kappaB/Ccl4 signaling at the bone marrow macrophage-osteoblast niche. Cell Rep. 2014;9(6):2084–97.
Kaur S, Raggatt LJ, Millard SM, et al. Self-repopulating recipient bone marrow resident macrophages promote long-term hematopoietic stem cell engraftment. Blood. 2018;132(7):735–49.
Duhrsen U, Villeval JL, Boyd J, Kannourakis G, Morstyn G, Metcalf D. Effects of recombinant human granulocyte colony-stimulating factor on hematopoietic progenitor cells in cancer patients. Blood. 1988;72(6):2074–81.
Karpova D, Rettig MP, DiPersio JF. Mobilized peripheral blood: an updated perspective. F1000Res. 2019;8:F1000 Faculty Rev-2125.
Tay J, Levesque JP, Winkler IG. Cellular players of hematopoietic stem cell mobilization in the bone marrow niche. Int J Hematol. 2017;105(2):129–40.
Christopher MJ, Rao M, Liu F, Woloszynek JR, Link DC. Expression of the G-CSF receptor in monocytic cells is sufficient to mediate hematopoietic progenitor mobilization by G-CSF in mice. J Exp Med. 2011;208(2):251–60.
Hume DA, MacDonald KP. Therapeutic applications of macrophage colony-stimulating factor-1 (CSF-1) and antagonists of CSF-1 receptor (CSF-1R) signaling. Blood. 2012;119(8):1810–20.
Hume DA, Caruso M, Ferrari-Cestari M, Summers KM, Pridans C, Irvine KM. Phenotypic impacts of CSF1R deficiencies in humans and model organisms. J Leukoc Biol. 2019;107:205–19.
Masaoka T, Shibata H, Ohno R, et al. Double-blind test of human urinary macrophage colony-stimulating factor for allogeneic and syngeneic bone marrow transplantation: effectiveness of treatment and 2-year follow-up for relapse of leukaemia. Br J Haematol. 1990;76(4):501–5.
Gow DJ, Sauter KA, Pridans C, et al. Characterisation of a novel Fc conjugate of macrophage colony-stimulating factor. Mol Ther. 2014;22(9):1580–92.
Gow DJ, Garceau V, Kapetanovic R, et al. Cloning and expression of porcine Colony Stimulating Factor-1 (CSF-1) and Colony Stimulating Factor-1 Receptor (CSF-1R) and analysis of the species specificity of stimulation by CSF-1 and Interleukin 34. Cytokine. 2012;60(3):793–805.
Irvine KM, Caruso M, Cestari MF, et al. Analysis of the impact of CSF-1 administration in adult rats using a novel Csf1r-mApple reporter gene. J Leukoc Biol. 2020;107(2):221–35.
Sauter KA, Waddell LA, Lisowski ZM, et al. Macrophage colony-stimulating factor (CSF1) controls monocyte production and maturation and the steady-state size of the liver in pigs. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2016;311(3):G533-547.
Hawley CA, Rojo R, Raper A, et al. Csf1r-mApple transgene expression and ligand binding in vivo reveal dynamics of CSF1R expression within the mononuclear phagocyte system. J Immunol. 2018;200(6):2209–23.
Pridans C, Raper A, Davis GM, et al. Pleiotropic impacts of macrophage and microglial deficiency on development in rats with targeted mutation of the Csf1r locus. J Immunol. 2018;201(9):2683–99.
Vintersten K, Monetti C, Gertsenstein M, et al. Mouse in red: red fluorescent protein expression in mouse ES cells, embryos, and adult animals. Genesis. 2004;40(4):241–6.
Sasmono RT, Oceandy D, Pollard JW, et al. A macrophage colony-stimulating factor receptor-green fluorescent protein transgene is expressed throughout the mononuclear phagocyte system of the mouse. Blood. 2003;101(3):1155–63.
Levesque JP, Hendy J, Winkler IG, Takamatsu Y, Simmons PJ. Granulocyte colony-stimulating factor induces the release in the bone marrow of proteases that cleave c-KIT receptor (CD117) from the surface of hematopoietic progenitor cells. Exp Hematol. 2003;31(2):109–17.
Coquery CM, Loo W, Buszko M, Lannigan J, Erickson LD. Optimized protocol for the isolation of spleen-resident murine neutrophils. Cytometry A. 2012;81(9):806–14.
Irvine KM, Clouston AD, Gadd VL, et al. Deletion of Wntless in myeloid cells exacerbates liver fibrosis and the ductular reaction in chronic liver injury. Fibrogenesis Tissue Repair. 2015;8:19–19.
Alexander KA, Chang MK, Maylin ER, et al. Osteal macrophages promote in vivo intramembranous bone healing in a mouse tibial injury model. J Bone Miner Res. 2011;26(7):1517–32.
Forristal CE, Winkler IG, Nowlan B, Barbier V, Walkinshaw G, Levesque J-P. Pharmacologic stabilization of HIF-1α increases hematopoietic stem cell quiescence in vivo and accelerates blood recovery after severe irradiation. Blood. 2013;121(5):759–69.
Kwarteng EO, Heinonen KM. Competitive transplants to evaluate hematopoietic stem cell fitness. J Vis Exp. 2016;114:54345.
Purton LE, Scadden DT. Limiting factors in murine hematopoietic stem cell assays. Cell Stem Cell. 2007;1(3):263–70.
Winkler IG, Barbier V, Wadley R, Zannettino AC, Williams S, Levesque JP. Positioning of bone marrow hematopoietic and stromal cells relative to blood flow in vivo: serially reconstituting hematopoietic stem cells reside in distinct nonperfused niches. Blood. 2010;116(3):375–85.
Akashi K, Traver D, Miyamoto T, Weissman IL. A clonogenic common myeloid progenitor that gives rise to all myeloid lineages. Nature. 2000;404(6774):193–7.
Karsunky H, Inlay MA, Serwold T, Bhattacharya D, Weissman IL. Flk2+ common lymphoid progenitors possess equivalent differentiation potential for the B and T lineages. Blood. 2008;111(12):5562–70.
Allman D, Pillai S. Peripheral B cell subsets. Curr Opin Immunol. 2008;20(2):149–57.
Mauri C, Bosma A. Immune regulatory function of B cells. Annu Rev Immunol. 2012;30:221–41.
Jacobsen RN, Forristal CE, Raggatt LJ, et al. Mobilization with granulocyte colony-stimulating factor blocks medullar erythropoiesis by depleting F4/80(+)VCAM1(+)CD169(+)ER-HR3(+)Ly6G(+) erythroid island macrophages in the mouse. Exp Hematol. 2014;42(7):547-561.e544.
Jacobsen RN, Nowlan B, Brunck ME, Barbier V, Winkler IG, Levesque JP. Fms-like tyrosine kinase 3 (Flt3) ligand depletes erythroid island macrophages and blocks medullar erythropoiesis in the mouse. Exp Hematol. 2016;44(3):207-212.e204.
Barbier V, Winkler IG, Wadley R, Levesque JP. Flow cytometry measurement of bone marrow perfusion in the mouse and sorting of progenitors and stems cells according to position relative to blood flow in vivo. Methods Mol Biol. 2012;844:45–63.
Ripoll VM, Irvine KM, Ravasi T, Sweet MJ, Hume DA. Gpnmb is induced in macrophages by IFN-gamma and lipopolysaccharide and acts as a feedback regulator of proinflammatory responses. J Immunol. 2007;178(10):6557–66.
Batoon L, Millard SM, Wullschleger ME, et al. CD169(+) macrophages are critical for osteoblast maintenance and promote intramembranous and endochondral ossification during bone repair. Biomaterials. 2019;196:51–66.
Inman CF, Rees LE, Barker E, Haverson K, Stokes CR, Bailey M. Validation of computer-assisted, pixel-based analysis of multiple-colour immunofluorescence histology. J Immunol Methods. 2005;302(1–2):156–67.
Levesque JP, Helwani FM, Winkler IG. The endosteal “osteoblastic” niche and its role in hematopoietic stem cell homing and mobilization. Leukemia. 2010;24(12):1979–92.
Borges da Silva H, Fonseca R, Pereira RM, Cassado Ados A, Alvarez JM, D’Imperio Lima MR. Splenic macrophage subsets and their function during blood-borne infections. Front Immunol. 2015;6:480.
Perez OA, Yeung ST, Vera-Licona P, et al. CD169(+) macrophages orchestrate innate immune responses by regulating bacterial localization in the spleen. Sci Immunol. 2017;2:16.
Tay J, Bisht K, McGirr C, et al. Imaging flow cytometry reveals that granulocyte colony-stimulating factor treatment causes loss of erythroblastic islands in the mouse bone marrow. Exp Hematol. 2020;82:33–42.
Seu KG, Papoin J, Fessler R, et al. Unraveling macrophage heterogeneity in erythroblastic Islands. Front Immunol. 2017;8:1140.
Kiel MJ, Yilmaz ÖH, Iwashita T, Yilmaz OH, Terhorst C, Morrison SJ. SLAM family receptors distinguish hematopoietic stem and progenitor cells and reveal endothelial niches for stem cells. Cell. 2005;121(7):1109–21.
Mossadegh-Keller N, Sarrazin S, Kandalla PK, et al. M-CSF instructs myeloid lineage fate in single haematopoietic stem cells. Nature. 2013;497(7448):239–43.
Nestorowa S, Hamey FK, Pijuan Sala B, et al. A single-cell resolution map of mouse hematopoietic stem and progenitor cell differentiation. Blood. 2016;128(8):e20-31.
Hume DA, Freeman TC. Transcriptomic analysis of mononuclear phagocyte differentiation and activation. Immunol Rev. 2014;262(1):74–84.
Schmidl C, Renner K, Peter K, et al. Transcription and enhancer profiling in human monocyte subsets. Blood. 2014;123(17):e90-99.
Sasmono RT, Ehrnsperger A, Cronau SL, et al. Mouse neutrophilic granulocytes express mRNA encoding the macrophage colony-stimulating factor receptor (CSF-1R) as well as many other macrophage-specific transcripts and can transdifferentiate into macrophages in vitro in response to CSF-1. J Leukoc Biol. 2007;82(1):111–23.
Shen H, Yu H, Liang PH, et al. An acute negative bystander effect of gamma-irradiated recipients on transplanted hematopoietic stem cells. Blood. 2012;119(15):3629–37.
Winkler IG, Bendall LJ, Forristal CE, et al. B-lymphopoiesis is stopped by mobilizing doses of G-CSF and is rescued by overexpression of the anti-apoptotic protein Bcl2. Haematologica. 2013;98(3):325–33.
Carsetti R. The development of B cells in the bone marrow is controlled by the balance between cell-autonomous mechanisms and signals from the microenvironment. J Exp Med. 2000;191(1):5–8.
Cole DJ, Sanda MG, Yang JC, et al. Phase I trial of recombinant human macrophage colony-stimulating factor administered by continuous intravenous infusion in patients with metastatic cancer. J Natl Cancer Inst. 1994;86(1):39–45.
Ohno R, Miyawaki S, Hatake K, et al. Human urinary macrophage colony-stimulating factor reduces the incidence and duration of febrile neutropenia and shortens the period required to finish three courses of intensive consolidation therapy in acute myeloid leukemia: a double-blind controlled study. J Clin Oncol. 1997;15(8):2954–65.
Lloyd SA, Simske SJ, Bogren LK, Olesiak SE, Bateman TA, Ferguson VL. Effects of combined insulin-like growth factor 1 and macrophage colony-stimulating factor on the skeletal properties of mice. Vivo. 2011;25(3):297–305.
Kodama H, Yamasaki A, Nose M, et al. Congenital osteoclast deficiency in osteopetrotic (op/op) mice is cured by injections of macrophage colony-stimulating factor. J Exp Med. 1991;173(1):269–72.
Jenkins SJ, Hume DA. Homeostasis in the mononuclear phagocyte system. Trends Immunol. 2014;35(8):358–67.
Stutchfield BM, Antoine DJ, Mackinnon AC, et al. CSF1 Restores innate immunity after liver injury in mice and serum levels indicate outcomes of patients with acute liver failure. Gastroenterology. 2015;149(7):1896–1909 e1814.
Kandalla PK, Sarrazin S, Molawi K, et al. M-CSF improves protection against bacterial and fungal infections after hematopoietic stem/progenitor cell transplantation. J Exp Med. 2016;213(11):2269–79.
Grabert K, Sehgal A, Irvine KM, et al. A transgenic line that reports CSF1R protein expression provides a definitive marker for the mouse mononuclear phagocyte system. J Immunol. 2020;200:2209–23.
Anderson KL, Smith KA, Conners K, McKercher SR, Maki RA, Torbett BE. Myeloid development is selectively disrupted in PU.1 null mice. Blood. 1998;91(10):3702–10.
Anderson KL, Smith KA, Perkin H, et al. PU.1 and the granulocyte- and macrophage colony-stimulating factor receptors play distinct roles in late-stage myeloid cell differentiation. Blood. 1999;94(7):2310–8.
Sudo T, Nishikawa S, Ogawa M, et al. Functional hierarchy of c-kit and c-fms in intramarrow production of CFU-M. Oncogene. 1995;11(12):2469–76.
Dutta P, Hoyer FF, Grigoryeva LS, et al. Macrophages retain hematopoietic stem cells in the spleen via VCAM-1. J Exp Med. 2015;212(4):497–512.
Zhao JL, Baltimore D. Regulation of stress-induced hematopoiesis. Curr Opin Hematol. 2015;22(4):286–92.
Dorshkind K. In vivo administration of recombinant granulocyte-macrophage colony-stimulating factor results in a reversible inhibition of primary B lymphopoiesis. J Immunol. 1991;146(12):4204–8.
Day RB, Bhattacharya D, Nagasawa T, Link DC. Granulocyte colony-stimulating factor reprograms bone marrow stromal cells to actively suppress B lymphopoiesis in mice. Blood. 2015;125(20):3114–7.
Pettit AR, Chang MK, Hume DA, Raggatt LJ. Osteal macrophages: a new twist on coupling during bone dynamics. Bone. 2008;43(6):976–82.
Raggatt LJ, Wullschleger ME, Alexander KA, et al. Fracture healing via periosteal callus formation requires macrophages for both initiation and progression of early endochondral ossification. Am J Pathol. 2014;184(12):3192–204.
Lloyd SA, Yuan YY, Simske SJ, Riffle SE, Ferguson VL, Bateman TA. Administration of high-dose macrophage colony-stimulating factor increases bone turnover and trabecular volume fraction. J Bone Miner Metab. 2009;27(5):546–54.
Pietras EM. Inflammation: a key regulator of hematopoietic stem cell fate in health and disease. Blood. 2017;130(15):1693–8.
Karpova D, Ritchey JK, Holt MS, et al. Continuous blockade of CXCR4 results in dramatic mobilization and expansion of hematopoietic stem and progenitor cells. Blood. 2017;129(21):2939–49.
Karpova D, Dauber K, Spohn G, et al. The novel CXCR4 antagonist POL5551 mobilizes hematopoietic stem and progenitor cells with greater efficiency than Plerixafor. Leukemia. 2013;27(12):2322–31.
Lane TA, Law P, Maruyama M, et al. Harvesting and enrichment of hematopoietic progenitor cells mobilized into the peripheral blood of normal donors by granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) or G-CSF: potential role in allogeneic marrow transplantation. Blood. 1995;85(1):275–82.
Ho AD, Young D, Maruyama M, et al. Pluripotent and lineage-committed CD34+ subsets in leukapheresis products mobilized by G-CSF, GM-CSF vs. a combination of both. Exp Hematol. 1996;24(13):1460–8.
Lane TA, Ho AD, Bashey A, Peterson S, Young D, Law P. Mobilization of blood-derived stem and progenitor cells in normal subjects by granulocyte-macrophage- and granulocyte-colony-stimulating factors. Transfusion. 1999;39(1):39–47.
Weaver CH, Schulman KA, Buckner CD. Mobilization of peripheral blood stem cells following myelosuppressive chemotherapy: a randomized comparison of filgrastim, sargramostim, or sequential sargramostim and filgrastim. Bone Marrow Transplant. 2001;27(Suppl 2):S23-29.