Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Các xét nghiệm huyết thanh học đối với bệnh trypanosomiasis người châu Phi dạng gambiense phát hiện kháng thể ở gia súc
Tóm tắt
Các xét nghiệm huyết thanh học cho bệnh trypanosomiasis người châu Phi dạng gambiense (gHAT) phát hiện các kháng thể đối với các kháng nguyên trên bề mặt tế bào của trypanosome trong máu. Do các trypanosome gây ra bệnh trypanosomiasis ở động vật (AAT) cũng biểu hiện các kháng nguyên liên quan, chúng tôi đã đánh giá hai xét nghiệm chẩn đoán nhanh (RDT) trên gia súc ở các vùng có và không có bệnh trypanosomiasis, để xác định xem các xét nghiệm huyết thanh học gHAT có thể được sử dụng để sàng lọc cho AAT hay không. Hai RDT, 1G RDT, được làm bằng kháng nguyên tự nhiên, và p2G RDT, được làm bằng kháng nguyên tái tổ hợp, đã được thử nghiệm trên 121 con bò ở vùng không có trypanosomiasis, và trên 312 con bò từ vùng có bệnh HAT dạng rhodesiense và AAT. Một tập hợp con mẫu từ vùng có bệnh cũng đã được thử nghiệm với hai xét nghiệm phân giải miễn dịch (TL). Độ nhạy của các xét nghiệm được ước tính bằng cách đánh giá kết quả của RDT trên các mẫu dương tính qua cả mô học và PCR vùng truyền dẫn nội bộ (ITS), trong khi độ đặc hiệu là kết quả của RDT trên các mẫu âm tính qua PCR và mô học ITS, cùng những mẫu khác từ vùng không có bệnh. Độ đặc hiệu của p2G RDT trên gia súc từ vùng không có bệnh là 97,5% (CI 95%: 93,0–99,2%), trong khi 1G RDT chỉ có độ đặc hiệu 57,9% (CI 95%: 48,9–66,3%). Độ đặc hiệu của 1G RDT, p2G RDT và TL trên bò đối chứng có bệnh là 14,6% (CI 95%: 9,7–21,5%), 22,6% (CI 95%: 16,4–30,3%) và 68,3% (CI 95%: 59,6–75,9%), tương ứng. Độ nhạy của các xét nghiệm trên các mẫu dương tính với trypanosome lần lượt là 85,1% (CI 95%: 79,1–89,7%), 89,1% (CI 95%: 83,7–93,0%) và 59,3% (CI 95%: 51,8–66,4%). Trong số các mẫu cùng loại, 51,7% là dương tính với cả TL và 1G RDT. Các xét nghiệm huyết thanh học này phát hiện các kháng thể phản ứng chéo trong gia súc. p2G RDT dựa trên kháng nguyên tái tổ hợp có độ đặc hiệu cao ở vùng không có bệnh, trong khi 1G RDT có độ đặc hiệu thấp hơn, cho thấy sự phản ứng chéo với các tác nhân gây bệnh khác.
Từ khóa
#trypanosomiasis #gHAT #AAT #xét nghiệm chẩn đoán nhanh #kháng nguyên tái tổ hợp #bò #kháng thể #độ nhạy #độ đặc hiệuTài liệu tham khảo
Carrington M, Miller N, Blum M, Roditi I, Wiley D, Turner M. Variant specific glycoprotein of Trypanosoma brucei consists of two domains each having an independently conserved pattern of cysteine residues. J Mol Biol. 1991;221:823–35.
Berriman M, Ghedin E, Hertz-Fowler C, Blandin G, Renauld H, Bartholomeu DC, et al. The genome of the African trypanosome Trypanosoma brucei. Science. 2005;309:416–22.
Marcello L, Barry D. Analysis of the VSG gene silent archive in Trypanosoma brucei reveals that mosaic gene expression is prominent in antigenic variation and is favored by archive substructure. Gen Res. 2007;17:1344–52.
Jones NG, Nietlispach D, Sharma R, Burke DF, Eyres I, Mues M, et al. Structure of a glycosylphosphatidylinositol-anchored domain from a trypanosome variant surface glycoprotein. J Biol Chem. 2008;283:3584–93.
Rudenko G. African trypanosomes: the genome and adaptations for immune evasion. Essays Bioch. 2011;51:47–62.
Jackson AP, Berry A, Aslett M, Allison HC, Burton P, Vavrova-Anderson J, et al. Antigenic diversity is generated by distinct evolutionary mechanisms in African trypanosome species. Proc Natl Acad Sci USA. 2012;109:3416–21.
Günzl A, Kirkham JK, Nguyen TN, Badjatia N, Park SH. Mono-allelic VSG expression by RNA polymerase I in Trypanosoma brucei: expression site control from both ends? Gene. 2015;556:68–73.
Mugnier MR, Stebbins CE, Papavasiliou FN. Masters of disguise: antigenic variation and the VSG coat in Trypanosoma brucei. PLoS Pathog. 2016;12:e1005784.
Turner CM, Barry JD. High frequency of antigenic variation in Trypanosoma brucei rhodesiense infections. Parasitology. 1989;99:67–75.
Turner CM. The rate of antigenic variation in fly-transmitted and syringe-passaged infections of Trypanosoma brucei. FEMS Microbiol Lett. 1997;153:227–31.
Robinson NP, Burman N, Melville SE, Barry JD. Predominance of duplicative VSG gene conversion in antigenic variation in African trypanosomes. Mol Cell Biol. 1999;19:5839–46.
Barry JD, McCulloch R. Antigenic variation in trypanosomes: enhanced phenotypic variation in a eukaryotic parasite. Adv Parasitol. 2001;49:1–70.
Hutchinson OC, Picozzi K, Jones NG, Mott H, Sharma R, Welburn SC, et al. Variant surface glycoprotein gene repertoires in Trypanosoma brucei have diverged to become strain-specific. BMC Gen. 2007;8:234.
Lythgoe KA, Morrison LJ, Read AF, Barry JD. Parasite-intrinsic factors can explain ordered progression of trypanosome antigenic variation. Proc Natl Acad Sci USA. 2007;104:8095–100.
Aresta-Branco F, Pimenta S, Figueiredo LM. A transcription-independent epigenetic mechanism is associated with antigenic switching in Trypanosoma brucei. Nucleic Acids Res. 2015;44:3131–46.
Hadjuk SL. Antigenic variation during the developmental cycle of Trypanosoma brucei. J Protozool. 1984;31:41–7.
Morrison LJ, Majiwa P, Read AF, Barry JD. Probabilistic order in antigenic variation of Trypanosoma brucei. Int J Parasitol. 2005;35:961–72.
Hovel-Miner G, Mugnier MR, Goldwater B, Cross GAM, Papavasiliou FN. A conserved DNA repeat promotes selection of a diverse repertoire of Trypanosoma brucei surface antigens from the genomic archive. PLoS Genet. 2016;12(5):e1005994.
Hall JPJ, Wang H, Barry JD. Mosaic VSGs and the scale of Trypanosoma brucei antigenic variation. PLoS Pathog. 2013;9(7):e1003502.
McCulloch R, Field MC. Quantitative sequencing confirms VSG diversity as central to immune evasion by Trypanosoma brucei. Trends Parasitol. 2015;31(8):346–9.
Koumandou VL, Boehm C, Horder KA, Field MC. Evidence for recycling of invariant surface transmembrane domain proteins in African trypanosomes. Euk Cell. 2013;12:330–42.
Zoltner M, Leung KF, Alsford S, Horn D, Field MC. Modulation of the surface proteome through multiple ubiquitylation pathways in African trypanosomes. PLoS Pathog. 2015;11(10):e1005236.
Ziegelbauer K, Overath P. Organization of two invariant surface glycoproteins in the surface coat of Trypanosoma brucei. Infect Immun. 1992;61:4540–5.
Ziegelbauer K, Multhaup G, Overath P. Molecular characterization of two invariant surface glycoproteins specific for the bloodstream stage of Trypanosoma brucei. J Biol Chem. 1992;267:10797–803.
Jackson DG, Windle HJ, Voorheis HP. The identification, purification, and characterization of two invariant surface glycoproteins located beneath the surface coat barrier of bloodstream forms of Trypanosoma brucei. J Biol Chem. 1993;268:8085–95.
Schwede A, Jones N, Engstler M, Carrington M. The VSG C-terminal domain is inaccessible to antibodies on live trypanosomes. Mol Biochem Parasitol. 2011;175:201–4.
Schwede A, Carrington M. Bloodstream form trypanosome plasma membrane proteins: antigenic variation and invariant antigens. Parasitology. 2010;137:2029–39.
Chappuis F, Loutan L, Simarro P, Lejon V, Buscher P. Options for field diagnosis of human African trypanosomiasis. Clin Microbiol Rev. 2005;18:133–46.
Ndung’u JM, Biéler S, Roscigno G. “Piggy-backing” on diagnostic platforms brings hope to neglected diseases: the case of sleeping sickness. PLoS Negl Trop Dis. 2010;4:e715.
Mitashi P, Lutumba P, Lumbala C, Bessell P, Biéler S, Ndung’u JM. Improved detection of sleeping sickness cases by LED fluorescence microscopy: evidence from a prospective multicentric study in the Democratic Republic of the Congo. Microscopy Res. 2015;3:17–25.
Magnus E, Vervoort T, van Meirvenne N. A card agglutination test with stained trypanosomes (C.A.T.T.) for the serological diagnosis of T. b. gambiense trypanosomiasis. Ann Soc Belge Med Trop. 1978;58:169–76.
Sternberg JM, Gierlinski M, Bieler S, Ferguson MAJ, Ndung’u JM. Evaluation of the diagnostic accuracy of prototype rapid tests for human African trypanosomiasis. PLoS Negl Trop Dis. 2014;8:e3373.
Bisser S, Lumbala C, Nguertoum E, Kande V, Flevaud L, Vatunga G, et al. Sensitivity and specificity of a prototype rapid diagnostic test for the detection of Trypanosoma brucei gambiense infection: a multi-centric prospective study. PLoS Negl Trop Dis. 2016;10:e0004608.
Buscher P, Mertens P, Leclipteux T, Gilleman Q, Jacquet D, Mumba-Ngoyi D, et al. Sensitivity and specificity of HAT Sero-K-SeT, a rapid diagnostic test for serodiagnosis of sleeping sickness caused by Trypanosoma brucei gambiense: a case-control study. Lancet Glob Health. 2014;2(6):e359–63.
Jamonneau V, Camara O, Ilboudo H, Peylhard M, Koffi M, Sakande H, et al. Accuracy of individual rapid tests for serodiagnosis of gambiense sleeping sickness in West Africa. PLoS Negl Trop Dis. 2015;9:e0003480.
Van Meirvenne N, Magnus E, Buscher P. Evaluation of variant-specific immune trypanolysis tests for serodiagnosis of human infections with Trypanosoma brucei gambiense. Acta Trop. 1995;60:189–99.
Jamonneau V, Truc P, Garcia A, Magnus E, Buscher P. Preliminary evaluation of LATEX/T. b. gambiense and alternative versions of CATT/T. b. gambiense for the serodiagnosis of human African trypanosomiasis in a population at risk in Cote d'Ivoire: considerations for mass-screening. Acta Trop. 2000;76:175–83.
Jamonneau V, Bucheton B, Kabore’ J, Ilboudo H, Camara O, Courtin F, et al. Revisiting the immune trypanolysis test to optimise epidemiological surveillance and control of sleeping sickness in West Africa. PLoS Negl Trop Dis. 2010;4:e917.
Simarro PP, Franco JR, Diarra A, Ruiz Postigo JA, Jannin J. Diversity of human African trypanosomiasis epidemiological settings requires fine-tuning control strategies to facilitate disease elimination. Res Rep Trop Med. 2013;4:1–6.
Njiru ZK, Constantine CC, Guya S, Crowther J, Kiragu JM, Thompson RCA, Dávila AMR. The use of ITS1 rDNA PCR in detecting pathogenic African trypanosomes. Parasitol Res. 2005;95(3):186–92.
Maina NWN, Oberle M, Otieno C, Kunz C, Maeser P, Ndung’u JM, Brun R. Isolation and propagation of Trypanosoma brucei gambiense from sleeping sickness patients in South Sudan. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2007;101:540–6.
Core R Team R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. 2015; URL https://www.R-project.org/.
Fleming JR, Sastry L, Crozoier TWM, Napier GB, Sullivan L, Ferguson MA. Proteomic selection of immunodiagnostic antigens from Trypanosoma congolense. PLoS Negl Trop Dis. 8(6):e2936.
Jackson AP, Sanders M, Berry A, McQuillan J, Aslett MA, Quail MA, et al. The genome sequence of Trypanosoma brucei gambiense, causative agent of chronic human African trypanosomiasis. PLoS Negl Trop Dis. 2010;4:e658.
Sistrom M, Evans B, Benoit J, Balmer O, Aksoy S, Caccone A. De novo genome assembly shows genome wide similarity between Trypanosoma brucei brucei and Trypanosoma brucei rhodesiense. PLoS One. 2016;11:e0147660.
Zweygarth E, Sabwa C, Rottcher D. Serodiagnosis of trypanosomiasis in dromedary camels using a card agglutination test set (Testryp® CATT). Ann Soc BeIge Med Trop. 1984;64:309–13.
Holland WG, Thanh NG, Do TT, Sangmeneeddet S, Goddeeris B, Vercruysse J. Evaluation of diagnostic tests for Trypanosoma evansi in experimentally infected pigs and subsequent use in field surveys in North Vietnam and Thailand. Trop Anim Hlth Prod. 2005;37:457–67.
Noireau F, Gouteux JP, Frezil JL. Sensibilite du test d’agglutination sur carte (TESTRYP CATT) dans les infections porcines a Trypanosoma (nannomonas) congolense en Republique Populaire du Congo. Ann Soc Belge Med Trop. 1986;66:63–8.
Biéler S, Waltenberger H, Barrett MP, McCulloch R, Mottram JC, Carrington M, et al. Evaluation of antigens for development of a serological test for human African trypanosomiasis. PLoS One. 2016;11:e0168074.
Sullivan L, Wall SJ, Carrington M, Ferguson MA. Proteomic selection of immunodiagnostic antigens for human African trypanosomiasis and generation of a prototype lateral flow immunodiagnostic device. PLoS Negl Trop Dis. 2013;7:e2087.
Sullivan L, Fleming J, Sastry L, Mehlert A, Wall SJ, Ferguson MAJ. Identification of VSG117 as an immunodiagnostic antigen and evaluation of a dual-antigen lateral flow test for the diagnosis of human African trypanosomiasis. PLoS Negl Trop Dis. 2014;8:e2976.
Buscher P, Lejon V, Magnus E, Van Meirvenne N. Improved latex agglutination test for detection of antibodies in serum and cerebrospinal fluid of Trypanosoma brucei gambiense infected patients. Acta Trop. 1999;73:11–20.
Gillet P, Mumba Ngoyi D, Lukuka A, Kande V, Atua B, van Griensven J, et al. False positivity of non-targeted infections in malaria rapid diagnostic tests: the case of human African trypanosomiasis. PLoS Negl Trop Dis. 2013;7:e2180.
Muller N, Mansfield JM, Seebeck T. Trypanosome variant surface glycoproteins are recognized by self-reactive antibodies in uninfected hosts. Infect Immun. 1996;64:4593–7.
Truc P, Lejon V, Magnus E, Jamonneau V, Nangouma A, Verloo D, et al. Evaluation of the micro-CATT, CATTITrypanosoma brucei gambiense, and LATEX/T. b. gambiense methods for serodiagnosis and surveillance of human African trypanosomiasis in West and Central Africa. Bull World Health Organization. 2002;80:882–6.
von Wissmann B, Fyfe J, Picozzi K, Hamill L, Waiswa C, Welburn SC. Quantifying the association between bovine and human trypanosomiasis in newly affected sleeping sickness areas of Uganda. PLoS Negl Trop Dis. 2014;8:e2931.