Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sàng lọc và đánh giá vi tảo mới Desmodesmus pannonicus CT01 cho tiềm năng thu giữ CO2 và ứng dụng làm thức ăn thủy sản
Biomass Conversion and Biorefinery - Trang 1-12 - 2022
Tóm tắt
Nghiên cứu này chứng minh một quy trình sản xuất sạch hơn cho vi tảo có khả năng chịu CO2, Desmodesmus pannonicus CT01 và tiềm năng của nó như một loại thức ăn thủy sản cho cá nước ngọt cá bạc (Hypophthalmichthys molitrix), điều này sẽ cung cấp khả năng thu giữ CO2 tại nồng độ cao hơn. Đặc điểm tảo này cho thấy hiệu suất tăng trưởng tối ưu với nồng độ CO2 trong khoảng 10–15%, v/v. Titre sinh khối cao nhất và năng suất đạt 1,42 g L−1 và 101,43 mg L−1 d−1, tương ứng, được ghi nhận với tỷ lệ cố định CO2 ước tính là 159,91 mg L−1 d−1, khi được nuôi trồng ở 12,5% CO2. Nhờ hàm lượng protein cao, sinh khối của tảo đã được đánh giá cho ứng dụng làm thức ăn thủy sản thay thế, bất kể là thức ăn độc lập hay trộn lẫn với thức ăn nhân tạo (đối chứng). Các ma trận tăng trưởng, dinh dưỡng và chất lượng của cá khi cho ăn bằng vi tảo và nhóm thức ăn trộn đã được so sánh với thức ăn đối chứng. Sự kết hợp của vi tảo với thức ăn đối chứng (tỷ lệ 1:1) đã mang lại sự cải thiện đáng kể trong các ma trận tăng trưởng như trọng lượng cơ thể cuối cùng, tăng trọng hàng ngày và tỷ lệ tăng trưởng cụ thể của cá con (tức là cá bột) so với thức ăn đối chứng. Tương tự như hiệu suất tăng trưởng, dinh dưỡng của cá bột về hiệu quả thức ăn, tỷ lệ hiệu quả protein và giá trị sản xuất protein được tìm thấy cao hơn khi cho ăn bằng thức ăn trộn so với thức ăn đối chứng. Chất lượng của cá về hàm lượng protein tổng số được ước tính cao nhất (60%) đối với thức ăn vi tảo, tiếp theo là thức ăn trộn (59%) và thức ăn đối chứng (54%). Điều này gợi ý rằng protein vi tảo dễ tiêu hóa hơn đối với cá so với chế độ ăn đối chứng.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Cheng J, Zhu Y, Zhang Z, Yang W (2019) Modification and improvement of microalgae strains for strengthening CO2 fixation from coal-fired flue gas in power plants. Bioresour Technol 291:121850. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2019.121850
Songolzadeh M, Soleimani M, Takht Ravanchi M, Songolzadeh R (2014) Carbon dioxide separation from flue gases: a technological review emphasizing reduction in greenhouse gas emissions. Sci World J 2014:34. https://doi.org/10.1155/2014/828131
Wang X, Song C (2020) Carbon capture from flue gas and the atmosphere: a perspective. Front Energy Res 8:560849. https://doi.org/10.3389/fenrg.2020.560849
Osman AI, Hefny M, Maksoud A et al (2021) Recent advances in carbon capture storage and utilisation technologies: a review. Environ Chem Lett 19(2):797–849
Das S, Diels L, Pant D et al (2020) Review—microbial electrosynthesis: a way towards the production of electro-commodities through carbon sequestration with microbes as biocatalysts. J Electrochem Soc 167:155510. https://doi.org/10.1149/1945-7111/abb836
Hu G, Li Y, Ye C et al (2019) Engineering microorganisms for enhanced CO2 sequestration. Trends Biotechnol 37:532–547. https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2018.10.008
Zeng X, Alain K, Shao Z (2021) Microorganisms from deep-sea hydrothermal vents. Mar Life Sci Technol 3:204–230. https://doi.org/10.1007/s42995-020-00086-4
Zhao B, Su Y (2020) Macro assessment of microalgae-based CO2 sequestration: environmental and energy effects. Algal Res 51:102066. https://doi.org/10.1016/j.algal.2020.102066
Yadav G, Dubey BK, Sen R (2020) A comparative life cycle assessment of microalgae production by CO2 sequestration from flue gas in outdoor raceway ponds under batch and semi-continuous regime. J Clean Prod 258:120703. https://doi.org/10.1016/j.jclepro.2020.120703
Marles RJ, Barrett ML, Barnes J et al (2011) United states pharmacopeia safety evaluation of spirulina. Crit Rev Food Sci Nutr 51:593–604. https://doi.org/10.1080/10408391003721719
Dineshbabu G, Goswami G, Kumar R et al (2019) Microalgae–nutritious, sustainable aqua- and animal feed source. J Funct Foods 62:103545. https://doi.org/10.1016/j.jff.2019.103545
Tian X, Engel BA, Qian H et al (2021) Will reaching the maximum achievable yield potential meet future global food demand? J Clean Prod 294:126285. https://doi.org/10.1016/j.jclepro.2021.126285
Henriksson PJG, Troell M, Banks LK et al (2021) Interventions for improving the productivity and environmental performance of global aquaculture for future food security. One Earth 4:1220–1232. https://doi.org/10.1016/j.oneear.2021.08.009
Nagappan S, Das P, AbdulQuadir M et al (2021) Potential of microalgae as a sustainable feed ingredient for aquaculture. J Biotechnol 341:1–20. https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2021.09.003
Hodar AR, Vasava R, Joshi NH, Mahavadiya DR (2020) Fish meal and fish oil replacement for alternative sources: a review. J Exp Zool India 23:13–21
Ma K, Bao Q, Wu Y et al (2020) Evaluation of microalgae as immunostimulants and recombinant vaccines for diseases prevention and control in aquaculture. Front Bioeng Biotechnol 8:1331. https://doi.org/10.3389/fbioe.2020.590431
Yeganeh S, Teimouri M, Amirkolaie AK (2015) Dietary effects of Spirulina platensis on hematological and serum biochemical parameters of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Res Vet Sci 101:84–88. https://doi.org/10.1016/j.rvsc.2015.06.002
de Morais MG, Costa JAV (2007) Biofixation of carbon dioxide by Spirulina sp. and Scenedesmus obliquus cultivated in a three-stage serial tubular photobioreactor. J Biotechnol 129:439–445. https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2007.01.009
Cataldo DA, Haroon MH, Schrader LE, Youngs VL (1975) Rapid colorimetric determination of nitrate in plant tissue by nitration of salicylic acid. Commun Soil Sci Plant Anal 6:71–80. https://doi.org/10.1080/00103627509366547
Parsons TR, Maita Y, Lalli CM (1984) Determination of phosphate. A Man Chem Biol Methods Seawater Anal 1984:22–25. https://doi.org/10.1016/B978-0-08-030287-4.50015-3
Bradford MM (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem 72:248–254. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3
Bligh EG, Dyer WJ (1959) A rapid method of total lipid extraction and purification. Can J Biochem Physiol 37:911–917. https://doi.org/10.1139/O59-099
Dubois M, Gilles KA, Hamilton JK et al (1956) Colorimetric method for determination of sugars and related substances. Anal Chem 28:350–356. https://doi.org/10.1021/ac60111a017
Tandeau De Marsac N (1977) Occurrence and nature of chromatic adaptation in cyanobacteria. J Bacteriol 130:82–91. https://doi.org/10.1128/JB.130.1.82-91.1977
Cuchiaro H, Laurens LML (2019) Total protein analysis in algae via bulk amino acid detection: optimization of amino acid derivatization after hydrolysis with O-phthalaldehyde 3-mercaptopropionic acid (OPA-3MPA). J Agric Food Chem 67:5672–5679. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.9b00884
Kumar V, Muthuraj M, Palabhanvi B et al (2014) Evaluation and optimization of two stage sequential in situ transesterification process for fatty acid methyl ester quantification from microalgae. Renew Energy 68:560–569. https://doi.org/10.1016/j.renene.2014.02.037
Barrins T, Bassompierre M, Brodin A et al (2007) Repeatability and reproducibility of determination of the nitrogen content of fishmeal by the combustion (Dumas) method and comparison with the Kjeldahl method: interlaboratory study. J AOAC Int 90:6–20. https://doi.org/10.1093/jaoac/90.1.6
Chen Y, Xu C, Vaidyanathan S (2020) Influence of gas management on biochemical conversion of CO2 by microalgae for biofuel production. Appl Energy 261:114420. https://doi.org/10.1016/j.apenergy.2019.114420
Rathnayake IVN, Megharaj M, Beer M, Naidu R (2021) Medium composition affects the heavy metal tolerance of microalgae: a comparison. J Appl Phycol. https://doi.org/10.1007/s10811-021-02589-8
Machegowda HK, Tamulpaudi S, Basavegowda MKH, Munisamy PY (2018) Screening of potential microalgae species from different natural environment for biodiesel production. Int J Microbiol Res 10:1052. https://doi.org/10.9735/0975-5276.10.3.1052-1057
Xu X, Shen Y, Chen J (2015) Cultivation of Scenedesmus dimorphus for C/N/P removal and lipid production. Electron J Biotechnol 18:46–50. https://doi.org/10.1016/j.ejbt.2014.12.003
Arumugam M, Agarwal A, Arya MC, Ahmed Z (2013) Influence of nitrogen sources on biomass productivity of microalgae Scenedesmus bijugatus. Bioresour Technol 131:246–249. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2012.12.159
Syrett P, Leftley J (2016) Nitrate and urea assimilation by algae. Perspec Exp Biol 2:221–234
Olivier JG, Peters JA (2017) Trends in global CO2 and total greenhouse gas emissions: 2017 report. PBL Netherlands Environmental Assessment Agency, The Hague, pp 8–12
Chiu SY, Kao CY, Tsai MT et al (2009) Lipid accumulation and CO2 utilization of Nannochloropsis oculata in response to CO2 aeration. Bioresour Technol 100:833–838. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2008.06.061
Chiu SY, Kao CY, Chen CH et al (2008) Reduction of CO2 by a high-density culture of Chlorella sp. in a semicontinuous photobioreactor. Bioresour Technol 99:3389–3396. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2007.08.013
Tang D, Han W, Li P et al (2011) CO2 biofixation and fatty acid composition of Scenedesmus obliquus and Chlorella pyrenoidosa in response to different CO2 levels. Bioresour Technol 102:3071–3076. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2010.10.047
Sydney EB, Sturm W, de Carvalho JC et al (2010) Potential carbon dioxide fixation by industrially important microalgae. Bioresour Technol 101:5892–5896. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2010.02.088
Fadda SH, Attalla RF (2021) Effect of chlorella-based diets on growth of the silver carp, hypophthalmichthys molitrix. Egypt J Aquat Biol Fish 25:917–928. https://doi.org/10.21608/ejabf.2021.195962
Abdulrahman NM, Abid SH, Koyun M (2019) Effect of microalgae Chlorella pyrenoidosa as feed additive on common carp (Cyprinus carpio L.) nutritional performance, proximate composition and organoleptic evaluation. Biol Appl Environ Res 3(2):118–126
Badwy TM, Ibrahim EM, Zeinhom MM (2008) Partial replacement of fishmeal with dried microalga (Chlorella spp. and Scenedesmus spp.) in Nile tilapia (Oreochromis niloticus) diets. In 8th International Symposium on Tilapia in Aquaculture, Cairo, pp. 801–811
Roohani AM, Abedian Kenari A, Fallahi Kapoorchali M et al (2019) Effect of spirulina Spirulina platensis as a complementary ingredient to reduce dietary fish meal on the growth performance, whole-body composition, fatty acid and amino acid profiles, and pigmentation of Caspian brown trout (Salmo trutta caspius) juvenil. Aquac Nutr 25:633–645. https://doi.org/10.1111/anu.12885
Rincón D, Velazquez HA, Dávila MJ et al (2012) Niveles de sustitución de harina de pescado por harina de Arthrospira (=Spirulina) maxima, en dietas experimentales para alevines de tilapia roja (Oreochromis sp.). Rev Colomb Ciencias Pecu 245:430–437
Tulli F, Chini Zittelli G, Giorgi G et al (2012) Effect of the inclusion of dried tetraselmis suecica on growth, feed utilization, and fillet composition of European sea bass Juveniles fed organic diets. J Aquat Food Prod Technol 21:188–197. https://doi.org/10.1080/10498850.2012.664803